Das Herzstück eines Aquaponik-Systems ist sein Biofilter. Die heterotrophen und autotrophen Bakteriengemeinschaften im Biofilter verarbeiten auf natürliche Weise organische Abfälle und liefern biologisch stabiles Wasser, das monatelang recycelt werden kann. Bei der Auswahl eines Biofiltrationssystems für die kommerzielle Aquakulturproduktion sind die Effizienz der Technologie und des Substrats sehr wichtig, da sie die Größe, die Kosten und den Energieverbrauch der teuersten Behandlungskomponente in Kreislaufsystemen bestimmen.

Biofilter

Abbildung: Aquakulturingenieure müssen bei der Auswahl des besten Biofilters für eine bestimmte Anwendung eine Reihe von Entscheidungen treffen. Nacheinander getroffene Entscheidungen an jedem Knotenpunkt des "Entscheidungsbaums" führen zum zuverlässigsten und kostengünstigsten Filter.

FBBs (Floating Bead Bioclarifiers) bieten eine bessere Feststoffabscheidung (100 % bis zu 30 µm) als Mikrosiebe und Sedimentationsbecken und vermeiden gleichzeitig das Problem des Verbackens, das bei hohen organischen Belastungen typischerweise mit Sandfiltern verbunden ist.

Unter Wasser oder über Wasser ?

Aerobe Filter benötigen Sauerstoff. Wenn der Biofilm im Wasser, das zum Filter transportiert wird, ausreichend mit Sauerstoff versorgt werden kann, wählen Sie einen Unterwasserfilter. Andernfalls sollten Sie sich für einen aufsteigenden Filter entscheiden. Emergente (aufsteigende) Filter (EGSB) verwenden ein kaskadenförmiges Gemisch aus Wasser und Luft, um sicherzustellen, dass ein hoher Sauerstoffgehalt an der Oberfläche des Biofilms aufrechterhalten wird. Tropfkörper verteilen das Wasser über eine mit Biofiltermedien gefüllte Säule. Rotierende biologische Kontaktoren - manchmal auch Nass-/Trockenfilter genannt - verwenden einen eher mechanischen Ansatz. Sie drehen sich langsam in einen Wassertank hinein und wieder heraus, wobei das Medium immer nass bleibt, aber zusätzlich belüftet wird.

Überwasserfilter

Emergente Filter sind in der Lage, eine extrem hohe flächenmäßige Umwandlung von TAN (umgewandelte TAN in Gramm pro Quadratmeter Oberfläche) zu erreichen, werden jedoch durch eine geringe spezifische Oberfläche (Quadratmeter Biofilm pro Kubikmeter Einheitsvolumen) eingeschränkt. Infolgedessen können auftauchende Filter 5 bis 10 Mal größer sein als die untergetauchten Alternativen, und bei einigen Medientypen ist Vorsicht geboten, um eine mögliche Verstopfung zu verhindern. Diese Filter bieten sekundäre Vorteile in Form von Belüftung und Kohlendioxidstrippung. Sie eignen sich am besten für stark belastete Systeme, wo ihre Fähigkeit, dem Biofilm Sauerstoff zuzuführen, einen gewissen Nutzen bringen kann.

TAN: Total ammonia nitrogen / Gesamt-Ammoniak-Stickstoff

Unterwasserfilter

Befürworter von Tauchfiltern weisen darauf hin, dass die Fische in Kreislaufsystemen auf der Zulaufseite der Filter leben und die TAN-Werte sehr niedrig gehalten werden müssen. Sie argumentieren, dass nicht die Sauerstoffdiffusion, sondern die TAN-Diffusion in Biofilme die Leistung der Biofiltration begrenzt. Die Befürworter von Unterwasserfiltern konzentrieren sich in der Regel zunächst auf die Maximierung der spezifischen Oberfläche und dann auf Biofilme und Feststoffmanagement, um die TAN-Diffusionsraten zu verbessern.

Unterwasser-Schüttbett

Die ältesten Biofilter bestehen lediglich aus einem Bett aus untergetauchten Medien, durch die das das Wasser in einem Kreislauf geführt wird. Diese Filter haben im Allgemeinen keine Biofilm- oder Feststoffmanagement-Funktionen, und der spezifischen Oberfläche wird nur wenig Aufmerksamkeit geschenkt. Diese Filter werden mit großem Erfolg in Haltungssystemen für Meeresfrüchte, leicht belasteten Aquakulturen, Schauaquarien und dergleichen eingesetzt. Die großen, preiswerten Filter leisten gute Arbeit, bis sie überlastet werden und in eine Zone mit positivem Bakterienwachstum geraten, die sie unbrauchbar macht, da kein Wasser mehr in den Filter eindringen kann. Diese Unzulänglichkeiten von getauchten Schüttbetten wurden durch Filter behoben, die das Problem der Feststoffansammlung in den Griff bekommen können.

Expandierbare Granulatfilter

Expandierbare Granulatfilter unterscheiden sich von anderen Filtertypen durch einen Rückspülmechanismus. Expandierbare Granulatfilter, zu denen Feinsandfilter, Kiesfilter und Beadfilter gehören, haben eine ähnliche Rückspülstrategie, die es ihnen ermöglicht, in einem breiten Spektrum von Funktionen zu arbeiten. Diese Wahl steuert den Wasserverlust und hat großen Einfluss darauf, wie einfach die Biofilme der Filter manipuliert werden können. Expandierbare Granulatfilter haben die einzigartige Fähigkeit, als mechanische Filter, Biofilter oder Bioklärer zu arbeiten. Ihre Wirksamkeit in diesen drei Bereichen ist jedoch sehr unterschiedlich.

Feinsandfilter

Feinsandfilter werden in den meisten Anwendungen hauptsächlich als mechanische Filter eingesetzt, tragen aber in Kreislaufsystemen zu einer gewissen Nitrifikation bei. Diese Filter eignen sich in den meisten kommerziellen Anwendungen schlecht als Biofilter, da die Entwicklung eines Biofilms den Waschmechanismus schnell außer Kraft setzt. Alle Sand- und Kiesfilter benötigen hohe Durchflussraten, um ihre Expansion in Gang zu setzen, was auch zu hohen Wasserverlusten bei der Rückspülung führt. Diese Wasserverluste können Biofilm-Management-Strategien behindern, die die Leistungsfähigkeit der Biofilter verbessern. Sandfilter werden häufig als Klärbecken für Schauaquarien, als mechanische Zulauffilter in Aquakulturanlagen und als Biofilter in sehr schwach belasteten Kreislaufsystemen eingesetzt. Grobe Sand- und Kiesmedien werden mit einigem Erfolg eingesetzt, da sie über ausreichende Abrasionskapazitäten verfügen, um Bioflocke abzuschlagen und die Probleme des Verbackens zu vermeiden, die feinere Sandbetten plagen.

Schwimmende Bead-Filter

Floating-Bead-Filter besitzen praktisch alle Eigenschaften von Sand- und Kiesfiltern, reduzieren oder eliminieren jedoch die Probleme des Biofouling und des Wasserverlusts. Je nach Anwendung können Beadfilter effektiv als mechanische Filter, Biofilter oder Bioklärer eingesetzt werden, wobei sie gleichzeitig Feststoffe abfangen und als Biofilter fungieren. Der Rückspülmechanismus und die Häufigkeit der Rückspülung der Anlagen werden als Instrument zur Verwaltung des Biofilms eingesetzt. Gut gemanagte Anlagen sind daher in der Lage, volumetrische TAN-Umwandlungsraten zu erzielen, die mit anderen Biofiltrationsformaten in hohem Maße konkurrenzfähig sind. Darüber hinaus liegt der Wasserverlust bei diesen Filtern zwischen knapp über 1 Prozent und 10 Prozent des Rückspülbedarfs für gleichwertige Kiesfilter.

Expandierte Biofilter

Expandierte Biofilter, bei denen Sand oder Perlen kontinuierlich expandiert werden, fangen keine Feststoffe ab, werden aber als hochwirksame Biofilter eingesetzt. Biofilter mit fluidisiertem Sandbett halten die Sandpartikel gleichmäßig in Suspension, so dass sich das Medium wie eine Flüssigkeit verhält. Die extrem hohe spezifische Oberfläche des Feinsandmediums ermöglicht einen effektiven Betrieb der Filter bei niedrigen Ammoniakwerten von weniger als 0,1 mg-N pro Liter, selbst wenn sie ungünstigen Bedingungen wie einem niedrigen pH-Wert ausgesetzt sind. Feinsandpartikel eignen sich am besten für leicht belastete Systeme, in denen sehr niedrige TAN-Konzentrationen erforderlich sind. Sie werden zum Beispiel mit großem Erfolg in der Zierfischindustrie eingesetzt. Die Einheiten neigen jedoch dazu, Sand zu verlieren, wenn der Substratgehalt steigt, und sind nur begrenzt in der Lage, Biofilm abzutragen.

Grober Sand

Grobsandfilter haben immer noch eine ausgezeichnete spezifische Oberfläche, sind sehr abrasiv und eignen sich gut für höhere Beladungskapazitäten. Grobsand-Wirbelschichten unterstützen sehr hohe TAN-Umsetzungen, allerdings in der Regel nur bei erhöhten Ammoniakwerten von mehr als 1,5 mg-N pro Liter. Bei niedrigen Substratkonzentrationen wird der Biofilm überstrapaziert.

Der Filter... der keiner ist

Es handelt sich hierbei nicht um einen Filter im eigentlichen Sinne, da der Hauptzweck die Abscheidung von gasförmigen bzw. gelösten Substanzen und nicht von festen Partikeln ist. Im Gegensatz zum Biorieselbettreaktor einerseits, bei dem sich auf Einbauten im Reaktor ein sogenannter biologischer Rasen bildet, der kontinuierlich gespült wird, und dem Biowäscher anderseits, bei dem die Mikroorganismen überwiegend in einer Waschflüssigkeit suspendiert sind, sind die Mikroorganismen beim Biofilter auf einer Matrix, die teilweise für die Nährstoffversorgung sorgt, fixiert.

Die Idee, Abluft und Abwässer auf biologischem Wege zu reinigen, existierte bereits in den 1920er-Jahren, spätestens in den 1960er-Jahren erfolgte der technische Einsatz. Im Laufe der Jahre wurden Biofilter für eine Vielzahl von Anwendungen optimiert.

Funktion

Ein Biofilter filtert zum einen physikalisch unerwünschte Feststoffe und zum Anderen verwandelt er mit Hilfe von Mikroorganismen u.a. das Ammoniak aus den Fisch-Ausscheidungen in Nitrat, was somit von den Pflanzen als Dünger verwendet werden kann.

Mechanische Filterung

Aus dem Fischtank werden neben Wasser auch feste Ausscheidungen der Fische, Futterreste oder Algen in die Pflanzbeete gepumpt. Damit das Substrat der Filter nicht verstopft, müssen entweder Würmer dafür sorgen, dass diese Feststoffe umgesetzt werden oder die Feststoffe müssen vorab mechanisch entfernt werden.

(C) Daniele Pugliesi            

Je nach Anlagengestaltung bietet sich auch ein Absetzbecken an (auch Absetzanlage genannt). Diese ist ein nahezu strömungsfreies Becken, in dem durch die Schwerkraft Wasserinhaltsstoffe sedimentiert werden und damit eine Abtrennung absetzbarer Stoffe von einer Flüssigkeit erzielt werden können. Hier wird die Wassergeschwindigkeit so weit herabgesetzt, dass sich Schwebstoffe am Grund absetzen können. Von dort können sie mit einem Mulmsauger oder einem mechanischen Rechen entfernt werden.

Verwertung der Schwebstoffe durch Würmer

Da auch in den Schwebstoffen Nährstoffe enthalten sind, ist es natürlich besser (und einfacher), diese auch zu nutzen. Deshalb setzt man in die Pflanzbeete Würmer ein. Nicht alle Würmer sind zu diesem Zweck gleich gut geeignet. Die typischen „Regenwürmer“ aus dem Garten brauchen andere Bodentiefen, als wir sie in der Aquaponik bereitstellen können. Gut geeignet sind Rotwürmer (Eisenia foetida, Eisenia andrei, Dendrobena veneta), die für Wurmkompost oder als Angelköder verkauft werden.

Dauergeflutete Pflanzbeete mit einfachem Überlauf eigenen sich nicht für die Verwendung von Kompostwürmern. Die regelmäßige Überflutung in gepumpten Systemen hingegen schadet den Würmern nicht.

Chemische Filterung

Das Substrat bildet auch den Lebensraum für die Bakterien, die in einem zweistufigem Prozess von den Fischen ausgeschiedenes Ammoniak in Nitrat umwandeln. Der erste Schritt dieser sogenannten Nitrifikation läuft aerob (in sauerstoffhaltiger Umgebung) als Oxidation des Ammoniak zu Nitrit durch Nitritbakterien ab. 

Im zweiten Prozessschritt wandeln Nitratbakterien Nitrit durch Oxidation in Nitrat um. Auch diese Bakterien leben aerob, brauchen also Sauerstoff. Verstopfen die Filter durch Schwebstoffe, entstehen anaerobe Zonen, in denen die Bakterien des Nitrifikationsprozesse sterben und anaerobe Fäulnisprozesse einsetzen. Den Sauerstoff erhält das Wasser durch das Einpumpen in das Substrat und mit Druckluft die zugegeben wird.

Wirkung von Nitrat

Nitrat ist ein wichtiger Pflanzendünger, der vor allem Blattwachstum erzeugt. Bei Salaten ist dieses im gewissen Umfang wünschenswert. Zu hohe Nitratmengen lagern sich in den Blättern ab und werden beim Verzehr im Körper aufgenommen. Nitrat und Nitrit stehen im Verdacht durch Umwandlung in Magen und Darm zu u.a. Nitrosaminen krebserregend zu sein.
Darüber hinaus führt ein Überangebot an Nitrat bei fruchtbildenden Pflanzen (z.B. Tomaten) zu übermäßigem Blattwachstum und Verkümmern der Fruchtansätze. Daher ist auf ein ausgewogenes Verhältnis von Biofiltern zu Biomasse Fisch zu achten.

Umweltbedingungen

Ein Produkt der Nitrifikation ist Säure, daher kann das Wasser im Kreislauf zunehmend versauern. Die Bakterien im Biofilter benötigen aber eher eine basische bis neutrale Umgebung, weshalb im Rahmen der regelmäßigen Wartung Gegenmaßnahmen zur Stabilisierung des pH-Wertes zu ergreifen sind.

Je nach Jahreszeit und Breitengrad muss auf die Temperatur geachtet werden. Minimal sollten, je nach verwendeten Mikroorganismen Temperaturen von 40⁰ Celsius keinesfalls überschritten werden. Auch unter 10° Celsius verlangsamen manche Bakterien ihre Arbeit soweit, das sie keinen Nutzen mehr haben. Ab 0° Celsius sterben die Bakterien der Biofilter ab. Ein solches System muss immer "Eingefahren" werden !

Noch ein Wort zu TAN ( Total ammonia nitrogen / Gesamt-Ammoniak-Stickstoff )

Quantifizierung der Nitrifikation

In der Vergangenheit wurden in Studien die Nitrifikationsraten auf der Grundlage der spezifischen Oberfläche der Medien angegeben, wobei höhere SSA-Werte (Specific Surface Area) bevorzugt wurden. Theoretisch gilt: Je größer die SSA, desto mehr Lebensraum für Bakterien. In einer idealen Welt würde dies zu höheren Nitrifikationsraten führen.

In der realen Welt der kommerziellen Aquakultur bilden die Bakterien jedoch einen Biofilm, der das Medium effektiv bedecken kann, möglicherweise in einer Weise, die die topografischen oder porösen Merkmale des Mediums verstopft, die zur Vergrößerung der spezifischen Oberfläche gedacht sind. Durch diese Bedeckung des Mediums wird im Wesentlichen eine neue Medientopografie geschaffen und die tatsächlich von den Bakterien genutzte Oberfläche verringert.

Volumetrische TAN-Umwandlungsrate

Daher spiegelt die theoretische Nitrifikationskapazität eines bestimmten Filtermediums auf der Grundlage der SSA (Specific Surface Area) nicht immer die tatsächlich erreichte Nitrifikation in der realen Welt wider. Kürzlich wurde vorgeschlagen, dass die Nitrifikationsraten von Biofiltern auf der TAN-Umsetzung (TAN: Total Ammonia Nitrogen / Gesamt-Ammoniak-Stickstoff) pro Volumeneinheit des nicht expandierten Filtermediums basieren sollten. Als volumetrische TAN-Umwandlungsrate (VTR) bezeichnet, sind typische Einheiten für dieses Standardmaß der Nitrifikation Gramm entfernte TAN pro Kubikmeter Biofiltermedium pro Tag.

Weiterführender Artikel: Biofilter: Bakteriengemeinschaften

Kontext: 

ID: 158

The heart of an aquaponics system is its biofilter. The heterotrophic and autotrophic Bacterial communities in the biofilter naturally process organic waste and deliver biologically stable water that can be recycled for months. When choosing a biofiltration system for commercial aquaculture production, the efficiency of the technology and the substrate are very important because they determine the size, cost and energy consumption of the most expensive treatment components in circulatory systems.

Figure: Aquaculture engineers have to make a number of decisions when choosing the best biofilter for a particular application. Successive decisions at each node of the "decision tree" lead to the most reliable and cost-effective filter.

FBBs ( Floating Bead Bioclarifiers ) offer better solids separation ( 100% up to 30 µm ) as micro sieves and sedimentation tanks and at the same time avoid the problem of baking, which is typically associated with sand filters under high organic loads.

Under water or over water ?

Aerobic filters require oxygen. If the biofilm in the water that is transported to the filter can be adequately supplied with oxygen, choose an underwater filter. Otherwise, you should choose an ascending filter. Emergent (ascending) filters (EGSB) use a cascade-shaped mixture of water and air to ensure that a high oxygen content is maintained on the surface of the biofilm. Drip bodies distribute the water via a column filled with biofilter media. Rotating biological contactors - sometimes called wet / dry filters - use a more mechanical approach. They slowly turn into a water tank and out again, whereby the medium always stays wet, but is additionally aerated.

Overwater filter

Emergent filters are able to achieve an extremely high area conversion of TAN (converted TAN in grams per square meter surface), are limited by a small specific surface area (square meters of biofilm per cubic meter of unit volume). As a result, emerging filters can be 5 to 10 times larger than the submerged alternatives, and caution should be exercised with some media types to prevent possible constipation. These filters offer secondary benefits in the form of ventilation and carbon dioxide stripping. They are best suited for heavily loaded systems, where their ability to supply oxygen to the biofilm can bring some benefits.

TAN: Total ammonia nitrogen / total ammonia nitrogen

Underwater filter

Proponents of immersion filters point out that the fish live in circulatory systems on the inlet side of the filters and that the TAN values have to be kept very low. They argue that it is not oxygen diffusion, but TAN diffusion in biofilms that limits the performance of biofiltration. Proponents of underwater filters usually focus first on maximizing the specific surface and then on biofilms and solids management to improve TAN diffusion rates.

Underwater pouring bed

The oldest biofilters consist only of a bed of submerged media through which the water is circulated. These filters generally have no biofilm or solid management functions, and little attention is paid to the specific surface. These filters are used with great success in husbandry systems for seafood, lightly polluted aquaculture, show aquariums and the like. The large, inexpensive filters do a good job until they are overloaded and get into a zone with positive bacterial growth that makes them unusable because no more water can penetrate the filter. These shortcomings in dipped bulk beds have been remedied by filters that can deal with the problem of solids accumulation.

Expandable granulate filters

Expandable granulate filters differ from other filter types by a backwash mechanism. Expandable granulate filters, which include fine sand filters, gravel filters and bead filters, have a similar backwash strategy that enables them to work in a wide range of functions. This choice controls water loss and has a major impact on how easily the filters' biofilms can be manipulated. Expandable granulate filters have the unique ability to work as mechanical filters, biofilters or bioclars. However, their effectiveness in these three areas is very different.

Fine sand filter

Fine sand filters are mainly used as mechanical filters in most applications, but contribute to a certain nitrification in circulatory systems. These filters are poorly suited as biofilters in most commercial applications because the development of a biofilm quickly overrides the washing mechanism. All sand and gravel filters require high flow rates to start their expansion, which also leads to high water losses during backwashing. These water losses can hinder biofilm management strategies that improve the performance of biofilters. Sand filters are often used as sewage treatment tanks for show aquariums, as mechanical inlet filters in aquaculture systems and as biofilters in very weakly loaded circulatory systems.Coarse sand and gravel media are used with some success because they have sufficient abrasion capacities to cut off organic flakes and to avoid the problems of baking that plague finer sandbeds.

Floating bead filter

Floating-bead filters have practically all the properties of sand and gravel filters, but reduce or eliminate the problems of biofouling and water loss. Depending on the application, bead filters can be used effectively as mechanical filters, biofilters or bioclars, at the same time intercepting solids and acting as biofilters. The backwash mechanism and the frequency of backwash of the plants are used as an instrument for managing the biofilm. Well-managed plants are therefore able to achieve volumetric TAN conversion rates that are highly competitive with other biofiltration formats. In addition, the water loss for these filters is between just over 1 percent and 10 percent of the backwash requirement for equivalent gravel filters.

Expanded biofilters

Expanded biofilters, in which sand or pearls are continuously expanded, do not catch any solids, but are used as highly effective biofilters. Biofilter with fluidized sand bed keep the sand particles in suspension evenly so that the medium behaves like a liquid. The extremely high specific surface of the fine sand medium enables the filters to operate effectively at low ammonia values of less than 0.1 mg-N per liter, even if they are exposed to unfavorable conditions such as low pH. Fine sand particles are best suited for lightly stressed systems in which very low TAN concentrations are required. For example, they are used with great success in the ornamental fish industry. However, the units tend to lose sand when the substrate content increases,and are only able to remove biofilm to a limited extent.

Coarse sand

Coarse sand filters still have an excellent specific surface, are very abrasive and are well suited for higher loading capacities. Coarse sand vertebral layers support very high TAN conversions, but usually only with increased ammonia values of more than 1.5 mg-N per liter. The biofilm is overused at low substrate concentrations.

The filter... which is not one

This is not a filter in the strict sense, since the main purpose is to separate gaseous or dissolved substances and not solid particles. In contrast to the biodiesel bed reactor, on the one hand, in which a so-called biological lawn forms on installations in the reactor, which is continuously flushed, and the bio-washer on the other hand, in which the microorganisms are predominantly suspended in a washing liquid, the microorganisms in the biofilter are fixed on a matrix that partially provides the nutrient supply.

The idea of cleaning exhaust air and waste water biologically already existed in the 1920s, and technical use took place in the 1960s at the latest. Over the years, biofilters have been optimized for a variety of applications.

Function

On the one hand, a biofilter filters physically undesirable solids and, on the other hand, it transforms with the help of microorganisms, among other things. the ammonia from the fish excretions into nitrate, which can therefore be used by the plants as fertilizer.

Mechanical filtering

In addition to water, solid excretions of the fish, feed residues or algae are pumped into the plant beds from the fish tank. So that the substrate of the filters does not clog, worms must either ensure that these solids are converted or the solids must be removed mechanically beforehand.

Depending on the system design, there is also a sedimentation basin (also called a sedimentation system). This is an almost flow-free basin, in which water constituents are sedimented by gravity and thus a separation of removable substances from a liquid can be achieved. Here the water speed is reduced to such an extent that suspended matter can settle at the bottom. From there they can be removed with a mulm vacuum cleaner or a mechanical rake.

Recycling of suspended matter by worms

Since nutrients are also contained in the suspended matter, it is of course better (and easier) to use them. That is why worms are placed in the plant beds. Not all worms are equally suitable for this purpose. The typical „ earthworms “ from the garden need different soil depths than we can provide in aquaponics. Redworms (Eisenia foetida, Eisenia andrei, Dendrobena veneta), which are sold for worm compost or as fishing bait, are well suited.

Permanent flooded plant beds with a simple overflow are not suitable for the use of compost worms. Regular flooding in pumped systems, on the other hand, does not harm the worms.

Chemical filtering

The substrate also forms the habitat for the bacteria, which convert ammonia excreted by the fish into nitrate in a two-stage process. The first step of this so-called nitrification takes place aerobically ( in an oxygen-containing environment ) as oxidation of the ammonia to nitrite by nitrite bacteria. 

In the second process step, nitrate bacteria convert nitrite into nitrate by oxidation. These bacteria also live aerobic, so they need oxygen. If the filters clog through suspended matter, anaerobic zones arise in which the bacteria in the nitrification process die and use anaerobic putrefaction processes. The water receives the oxygen by pumping into the substrate and with compressed air that is added.

Effect of nitrate

Nitrate is an important plant fertilizer that mainly produces leaf growth. For salads, this is desirable to a certain extent. Amounts of nitrate that are too high are deposited in the leaves and are absorbed in the body when consumed. Nitrate and nitrite are suspected by converting them into the stomach and intestines, among others. Nitrosamines to be carcinogenic.
In addition, an oversupply of nitrate in fruit-forming plants (e.g. tomatoes) leads to excessive leaf growth and atrophy of the fruit sets. It is therefore important to ensure a balanced ratio of biofilters to biomass fish.

Environmental conditions

A product of nitrification is acid, so water in the cycle can increasingly acidify. However, the bacteria in the biofilter need a basic to neutral environment, which is why countermeasures to stabilize the pH value must be taken as part of regular maintenance.

Depending on the season and latitude, attention must be paid to the temperature. Depending on the microorganisms used, temperatures of 40 should be minimal⁰ Celsius should never be exceeded. Even under 10° Celsius some bacteria slow down their work to such an extent that they are no longer useful. From 0 ° Celsius, the bacteria in the biofilter die. Such a system must always be "run in !

One more word about TAN (Total ammonia nitrogen / total ammonia nitrogen)

Quantification of nitrification

In the past, studies have shown nitrification rates based on the specific surface of the media, with higher SSA values being preferred. Theoretically, the larger the SSA, the more habitat for bacteria. In an ideal world, this would lead to higher nitrification rates.

In the real world of commercial aquaculture, however, the bacteria form a biofilm that can effectively cover the medium, possibly in a way that clogs the topographical or porous features of the medium, which are intended to enlarge the specific surface. This covering of the medium essentially creates a new media topography and reduces the surface actually used by the bacteria.

Volumetric TAN conversion rate

Therefore, the theoretical nitrification capacity of a certain filter medium based on the SSA does not always reflect the nitrification actually achieved in the real world. It was recently suggested, that the nitrification rates of biofilters should be based on the TAN conversion per unit volume of the non-expanded filter medium. Designated as the volumetric TAN conversion rate ( VTR ), typical units for this standard measure of nitrification are grams of TAN removed per cubic meter of biofilter medium per day.

Die Anschaffung von Biofilter-Material ist irreführend!

Einfahren und Aktivieren des Biofilters

Der Nitrifikationsprozess in der Aquaponik

Ammoniak ⇒ Nitrit ⇒ Nitrat
Die nitrifizierenden Bakterien spielen eine wichtige Rolle in einem Aquaponik-System. Sie wandeln Fischabfälle um, so dass Ammoniak als Nitrat in das System gelangt. Die Nitrifikation in der Aquaponik ist ein zweistufiger Prozess und umfasst zwei nitrifizierende Bakterien:

1. Umwandlung von Ammoniak in Nitrite: Dies wird von den Nitrosomonas durchgeführt, wenn es zu einer Überlastung von Abfällen kommt produziert es überschüssiges Ammoniak. Der Ammoniak muss entfernt werden um die Fische nicht zu schädigen. Die Nitrosomonas-Bakterien wandeln dann das Ammoniak in Nitrite um.

2. Umwandlung von Nitrit in Nitrat: Dies wird von Bakterien der Klasse Nitrobacter durchgeführt. Nitrobacter-Bakterien ernähren sich von Nitriten. Die Nitrite werden in Nitrate umgewandelt. Übermäßige Nitritmengen können die Fische töten. Um die Fische und Pflanzen gesund zu halten müssen Nitrite in Nitrate umgewandelt werden.

Nitrifizierende Bakterien vermehren sich langsam und bilden Kolonien; Es kann Tage dauern, Wochen, oder sogar Monate. Nitrifizierende Bakterien benötigen einen dunklen Standort, gute Wasserqualität, und ausreichend Nahrung und Sauerstoff, um zu siedeln. Es gibt fünf Schlüsselparameter, um nitrifizierende Bakterien zu unterstützen. Wenn diese Parameter eingehalten werden, ist davon auszugehen das die Bakterien vorhanden sind.

1. Große Oberfläche

Die Biofiltration mit einer hohen spezifischen Oberfläche ist wichtig, um ausgedehnte Kolonien nitrifizierender Bakterien zu entwickeln. Es gibt viele Materialien, die in der Aquaponik verwendet werden können, entweder als Nährboden oder für die Biofiltration. Vulkanischer Kies, Blähtonkiesel, handelsübliche Biofilterkugeln aus Kunststoff und nicht zuletzt Pflanzenwurzeln fungieren als Oberfläche für Bakterien auf denen sie siedeln können. Je kleiner und poröser die Partikel sind, je größer die für Bakterien zur Verfügung stehende Oberfläche, um sich anzusiedeln, was wiederum zu einer effizienteren Biofiltration führt.

2. Wasser-pH-Wert

Nitrifizierende Bakterien funktionieren richtig, wenn der pH-Wert zwischen 6 und 8,5 liegt. Der ideale pH-Wert in der Aquaponik beträgt normalerweise 6-7, Dies ist ein Kompromiss zwischen allen Organismen im System.

3. Wassertemperatur

Der ideale Temperaturbereich für die Bakterien liegt zwischen 17° Celsius bis zu 34° Celsius (~ 63 °Fahrenheit - 93 °Fahrenheit). Dieser Bereich fördert das Wachstum und die Produktivität von Bakterien. Sinkt die Wassertemperatur unter diesen Bereich verringert dies die Produktivität der Bakterien. Steigt er weit darüber, also über 42 °Celsius, sterben die Bakterien.

4. Gelöster Sauerstoff

Nitrifizierende Bakterien benötigen einen ausreichenden Gehalt an gelöstem Sauerstoff im Wasser, um zu wachsen und die Produktivität zu erhalten die benötigt wird. Der optimale Gehalt an gelöstem Sauerstoff beträgt über 7 ppm, Nitrifikation findet nicht statt wenn die Konzentration des gelösten Sauerstoffs unter 7,0 ppm sinkt. Sie können eine ausreichende Biofiltration und gelösten Sauerstoff sicherstellen indem Sie eine Belüftung (Verwirbelung) hinzufügen oder etwa Luftsteine. Auch durch Flut-und-Ebbezyklen kann der Sauerstoffgehalt gesteigert werden.

5. Kein UV-Licht

Nitrifizierende Bakterien sind lichtempfindlich, bis sie sich vollständig etabliert haben. Sonnenlicht kann den Biofilter beschädigen. Medienbetten schützen die Bakterien vor Sonnenlicht. Wenn Sie einen Biofilter verwenden, Schützen Sie ihn unbedingt vor direkter Sonneneinstrahlung und zu großer Hitze.

Unerwünschte Bakterien
Nitrifizierende und mineralisierende Bakterien sind wichtig und nützlich für die Aquaponik aber es gibt einige Arten von Bakterien, die für ein Aquaponik-System schädlich sind, diese sind unter anderem:

1. Sulfatreduzierende Bakterien

Diese Bakterien werden oft unter aneroben Bedingungen gefunden und riechen nach faulen Eiern. Diese Bakterien haben eine grau-schwarze Farbe und wachsen nur unter anoxischen Bedingungen. Es ist wichtig für eine ausreichende Belüftung zu sorgen und die mechanische Filterung zu erhöhen, um die Ansammlung dieser Bakterien zu verhindern.

2. Denitrifizierende Bakterien

Diese Bakterien gedeihen auch unter aneroben Bedingungen und sind für die Denitrifikation verantwortlich. Sie wandeln Nitrite wieder in atmosphärischen Stickstoff um der für Pflanzen nicht verfügbar ist. Diese Bakterien können die Effizienz verringern, indem sie den Stickstoffdünger entfernen.

3. Pathogene Bakterien

Diese Bakterien können bei Pflanzen Krankheiten für Fisch und Mensch verursachen. Es ist wichtig gute Praktiken zu haben (CMMI) um das Risiko von Krankheiten in einem Aquaponik-System zu minimieren. Sie können das Eindringen von Krankheitserregern in das System verhindern, indem Sie alle anderen Tiere ((Haustiere, Nutztiere, etc.) von Ihrem System fernhalten. Wenn Sie Ihr Aquaponik-System in einem geschlossenen Gewächshaus aufstellen, können Sie auch verhindern, dass pathogene Bakterien in Ihr System gelangen. 

Systemzyklus und Erstellen einer Biofilterkolonie

"Systemcycling" in der Aquaponik bezieht sich auf die Bildung einer gesunden Bakterienkolonie, wenn Sie Ihr neues Aquaponik-System starten. Der Prozess findet statt sobald ein neues Aquaponik-System gebaut ist und dauert normalerweise 4 Wochen bis zu zwei Jahren - je nach Umfang der Anlage und vielen weiteren Faktoren. Der Prozess beinhaltet das Einbringen einer Ammoniak-Quelle (normalerweise Fische) in ein neues Aquaponik-System, Füttern der neuen Bakterienkolonie und Aufbau des Biofilters (durch die Bakterien selbst). Der Fortschritt wird durch Überwachung des Stickstoffgehalts gemessen.

Ohne Bakterien findet der Stickstoffkreislauf nicht statt. Der Stickstoffkreislauf wandelt das Ammoniak aus Fischabfällen in Dünger für Pflanzen um. Der Stickstoffkreislauf findet nur statt, wenn nitrifizierenden Bakterien vorhanden sind. Damit dies stattfinden kann, muss Ammoniak dem System hinzugefügt werden. Dieses Ammoniak kann mit den Fischen oder mit Wasser aus einem anderen Aquaponik-System hinzugefügt werden, in dem die Bakterienkolonie bereits etabliert sind. Wenn mehr Ammoniak hinzugefügt wird, werden mehr Bakterien produziert, wodurch das System effizienter arbeitet. Sobald sich Ammoniak-Umwandelnde Bakterien etabliert haben produzieren sie Nitrite, die es den Bakterien ermöglichen die Nitrite zu verwenden und Nitrate daraus zu produzieren. Ein System ist vollständig etabliert (eingefahren) sobald Ammoniak, Nitrite und Nitrate durch Tests messbar sind.

Dieses Verfahren wird häufig in neuen Aquaponiksystemen verwendet, da es ohne Bedenken hinsichtlich der Sicherheit der Fische durchgeführt werden kann. Um mit dem System zu beginnen, müssen Sie Ammoniak in das System einführen.

Der Prozess ist einfach; Nachdem das System eingerichtet ist, beginnen Sie mit der Zugabe der Ammoniaklösung zum Wasser. Ist das System (Tank, Pumpen, etc.) einmal vollständig umgewälzt worden, sollten Sie mindestens einen Wert von 0,2 ppm erreicht haben. 

Möglichkeiten zur Reduzierung der Systemzykluszeit
Der Systemzyklus ist ein sehr langsamer Prozess. Je nach Anlagengröße und Typ kann der Prozess bis zu 18 Monate dauern. Es gibt jedoch andere Möglichkeiten das System schneller einzurichten. Eine Methode besteht darin, Wasser aus einem anderen Aquaponik-System zu verwenden, in dem die Bakterienkolonie bereits etabliert sind. Es ist hilfreich einen Teil des Biofilters als Bakterien-Stamm an ein neues Aquaponik-System weiterzugeben. Dies verringert die Zeit die zum Durchlaufen des Systems erforderlich ist. Einige Anwender ziehen es vor ein wenig Harnstoff oder einen toten Fisch in den Tank zu geben um den Zersetzungsprozess zu starten. Achten Sie aber auf die Bildung pathogener Bakterien - diese müssen Sie vermeiden. Haushalts-Ammoniak kann auch verwendet werden. Stellen Sie jedoch sicher, dass das Produkt zu 100 Prozent aus Ammoniak besteht und keine anderen Inhaltsstoffe wie Reinigungsmittel oder Schwermetalle enthält, die das gesamte System beschädigen könnten.

Sobald die Ammoniak- und Nitritwerte unter 1 ppm liegen können Sie dem System Pflanzen und Fische hinzufügen. Fangen Sie mit wenigen Fischen an und überwachen Sie genau den Stickstoffgehalt. Seien Sie auf einen Wasseraustausch vorbereitet wenn der Ammoniak- oder Nitritgehalt über 1 ppm steigt, während das System weiter läuft.

Bakterien sind in einem Aquaponik-System genauso wichtig wie die Fische und die Pflanzen. 

Kontext: 

 ID: 297

In diesem Artikel geht es um die Bakterien (-Gemeinschaften) die ein Biofilter benötigt um in einer Aquaponikanlage oder in einer Aquakultur die Ausscheidungen der Fische wieder in den Nahrungskreislauf mit einbringen zu können. Das dafür nötige Gleichgewicht in der Bakteriengemeinschaft ist fragil und besitzt eine enorme Komplexität. In der folgenden Zusammenstellung wissenschaftlicher Forschungsergebnisse finden Sie Untersuchungen über die in der Aquaponik verwendete Biofilter (-Zusammensetzungen) und ihre Interaktion sowohl untereinander als auch mit ihrer Umwelt. 

Dieser Artikel enthält unter anderem Auszüge und Übersetzungen aus Studien der School of Freshwater Sciences, University of Wisconsin-Milwaukee, USA. Urheber und Hinweise zu den verwendeten Quellen finden Sie am Ende dieses Artikels. Wir übernehmen keine Gewähr für die Richtigkeit der Übersetzung oder der wissenschaftlichen Stellungnahmen sowie die Rückschlüsse daraus. Nach Aussagen von Fischerei-Experten des LANUV ⁽¹ und des Ministeriums gehen die Erfahrungen aus der Praxis dahin, dass neue Anlagen in den ersten Jahren nur ca. 10% - 30% der maximal möglichen Biomasse produzieren. Im stabilen Betrieb werden Kreislaufanlagen bei ca. 70% - 80% ihrer Kapazität betrieben.

¹⁾ Perspektivstudie Aquakultur-LANG.pdf

Rezirkulierende Aquakultursysteme (RAS) sind einzigartige technische Ökosysteme, die Umweltstörungen minimieren, indem sie die Einleitung von Nährstoffverschmutzungen reduzieren. RAS verwenden typischerweise einen Biofilter, um den Ammoniakgehalt zu kontrollieren, der als Nebenprodukt des Fischproteinabbaus entsteht. 

Es wird angenommen, dass Nitrosomonas (Ammoniak oxidierend), Nitrospira und Nitrobacter (Nitrit oxidierend) Arten die primären Nitrifikanten sind, die in RAS-Biofiltern vorhanden sind. Wir haben diese Behauptung untersucht, indem wir die Biofilter-Bakterien- und Archaeengemeinschaft eines Süßwasser-RAS im kommerziellen Maßstab charakterisiert haben, das seit > 15 Jahren in Betrieb ist. Wir fanden heraus, dass die Biofilter-Gemeinschaft eine Vielzahl von Bakterientaxa beherbergte (>1000 Taxonzuordnungen auf Gattungsebene), die von Chitinophagaceae dominiert wurden(~12 %) und Acidobakterien (~9 %). Die Bakteriengemeinschaft zeigte signifikante Verschiebungen der Zusammensetzung bei Änderungen der Biofiltertiefe und in Verbindung mit betrieblichen Änderungen über einen Fischaufzuchtzyklus. Archaea waren ebenfalls reichlich vorhanden und bestanden ausschließlich aus einer Ansammlung von Thaumarchaeota mit geringer Diversität (> 95%), die aufgrund der Anwesenheit von AOA-Ammoniak-Monooxygenase-Genen als ammoniakoxidierende Archaea (AOA) angesehen wurden. Nitrosomonas waren in allen Tiefen und zu allen Zeitpunkten präsent. Ihre Häufigkeit war jedoch > 3 Größenordnungen geringer als bei AOA und zeigte eine signifikante Tiefen-Zeit-Variabilität, die bei AOA nicht beobachtet wurde. Die phylogenetische Analyse des Gens der Nitrit-Oxidoreduktase-Beta-Untereinheit ( nxrB ) zeigte zwei verschiedeneNitrospira- Populationen waren vorhanden, während Nitrobacter nicht nachgewiesen wurden. Die anschließende Identifizierung der Gene der Nitrospira - Ammoniakmonooxygenase-Alpha-Untereinheit in Verbindung mit der phylogenetischen Platzierung und Quantifizierung der nxrB -Genotypen legt nahe, dass in diesem System vollständige Ammoniak-oxidierende (Comammox) und Nitrit-oxidierende Nitrospira -Populationen mit relativ äquivalenten und stabilen Häufigkeiten koexistieren. Es scheint, dass RAS-Biofilter komplexe mikrobielle Gemeinschaften beherbergen, deren Zusammensetzung direkt durch den typischen Systembetrieb beeinflusst werden kann, während sie mehrere Ammoniak-Oxidationslebensstile innerhalb des nitrifizierenden Konsortiums unterstützen.

Einführung

Die Entwicklung der Aquakulturtechnologie ermöglicht es Gesellschaften, die Abhängigkeit von Fangfischereien zu verringern und die Auswirkungen sinkender Fischbestände auszugleichen ( Barange et al., 2014 ). Die Aquakulturproduktion macht heute fast 50 % des für den Verzehr produzierten Fisches aus, und Schätzungen zufolge wird in den nächsten zwei Jahrzehnten eine Verfünffachung der Produktion erforderlich sein, um den gesellschaftlichen Proteinbedarf zu decken ( FAO, 2014 ). Die Ausweitung der Produktion wird jedoch die Umweltauswirkungen von Aquakulturanlagen erhöhen und wirft wichtige Bedenken hinsichtlich der Nachhaltigkeit von Aquakulturpraktiken auf. Rezirkulierende Aquakultursysteme (RAS) wurden entwickelt, um Verschmutzungsprobleme und Lagerkapazitätsgrenzen konventioneller terrestrischer Aquakulturanlagen zu überwinden ( Chen et al., 2006; Martins et al., 2010 ). RAS bieten mehrere Vorteile gegenüber herkömmlichen Durchflusssystemen, darunter: 90–99 % weniger Wasserverbrauch ( Verdegem et al., 2006 ; Badiola et al., 2012 ), effizienteres Abfallmanagement ( Piedrahita, 2003 ) und Potenzial für die Implementierung bei Standorte, die die Entfernung zum Markt verringern ( Martins et al., 2010 ). RAS-Komponenten ähneln denen, die in der Abwasserbehandlung verwendet werden, einschließlich Feststoffabscheidung und Entfernung von stickstoffhaltigen Abfällen aus überschüssigen tierischen Abfällen und unverdautem Futter. Der Fortschritt der RAS-Technologie und die Vorteile gegenüber Durchflusssystemen haben zu einer zunehmenden Verwendung von RAS geführt, insbesondere in Ländern, die großen Wert auf die Minimierung von Umweltauswirkungen legen (Badiola et al., 2012 ) und in städtischen Gebieten, wo der Platz begrenzt ist ( Klinger und Naylor, 2012 ).

Nitrifizierende Biofilter sind eine entscheidende Komponente der meisten RAS und ein wichtiger Faktor für den Betriebserfolg. Diese Biofilter werden auch als die größte Hürde für die Inbetriebnahme von RAS und die am schwierigsten zu verwaltende Komponente genannt, sobald das RAS in Betrieb ist ( Badiola et al., 2012 ). RAS-Biofilter dienen dazu, stickstoffhaltige Abfallnebenprodukte zu entfernen, die durch Fischproteinkatabolismus und Oxidationsprozesse entstehen. Ammoniak und Nitrit sind für Süßwasser-Aquakulturisten von größter Bedeutung, da die toxische Dosis beider Stickstoffarten vom pH-Wert und dem aufgezogenen Wasserorganismus abhängt ( Lewis und Morris, 1986 ; Randall und Tsui, 2002 ). In der RAS-Verfahrenstechnik nennen Konstrukteure die wichtigsten nitrifizierenden Taxa normalerweise als Nitrosomonasspp. (Ammoniakoxidierer) und Nitrobacter spp. (Nitritoxidierer) ( Kuhn et al., 2010 ) und Modellsystemkapazität aus den Physiologien dieser Organismen ( Timmons und Ebeling, 2013 ). Es ist jetzt klar, dass Nitrosomonas und Nitrobacter typischerweise in nitrifizierenden Biofiltern von Süßwasser fehlen oder in geringer Menge vorhanden sind ( Hovanec und DeLong, 1996 ), während Nitrospira spp. sind üblich ( Hovanec et al., 1998 ). Neuere Studien zu Biofiltern in Süßwasser-Aquakulturen haben die in diesen Systemen vorhandenen nitrifizierenden Taxa um Ammoniak-oxidierende Archaea (AOA), eine Vielzahl von Nitrospira spp. und Nitrotoga erweitert( Sauder et al., 2011 ; Bagchi et al., 2014 ; Hüpeden et al., 2016 ). Weitere Studien sind erforderlich, um zu verstehen, ob andere nitrifizierende Konsortien RAS-Biofilter gemeinsam mit Nitrosomonas und Nitrobacter spp. bewohnen oder ob vielfältige Ansammlungen von nitrifizierenden Organismen charakteristisch für hochfunktionale Systeme sind. Ein verfeinertes Verständnis der Physiologie der Nitrifikationskonsortien von RAS-Biofiltern würde die Optimierung des Systemdesigns beeinflussen und könnte Parameter ändern, die jetzt als Designeinschränkungen gelten.

Die nicht nitrifizierende Komponente von RAS-Biofiltergemeinschaften beeinflusst auch die Biofilterfunktion. Das Überwachsen von heterotrophem Biofilm kann die Sauerstoffverfügbarkeit für die autotrophe nitrifizierende Gemeinschaft einschränken, was zu verringerten Ammoniakoxidationsraten führt ( Okabe et al., 1995 ). Umgekehrt schützt eine optimale heterotrophe Biofilmbildung die langsamer wachsenden Autotrophen vor Biofilm-Scherstress und recycelt autotrophe Biomasse ( Kindaichi et al., 2004 ). Frühere Studien haben gezeigt, dass die Diversität nicht-nitrifizierender Mikroorganismen in RAS-Biofiltern groß sein könnte und manchmal opportunistische Krankheitserreger und andere kommerziell schädliche Organismen enthalten könnte ( Schreier et al., 2010). Die meisten dieser Studien verwendeten jedoch Charakterisierungsmethoden mit geringer Abdeckung (z. B. DGGE, Klonbibliotheken), um die vorhandenen Taxa zu beschreiben, sodass das Ausmaß dieser Vielfalt und Ähnlichkeit zwischen Systemen relativ unbekannt ist. Kürzlich wurde die Bakteriengemeinschaft einer Reihe von Meerwasser-RAS-Biofiltern, die mit unterschiedlichen Salinitäts- und Temperaturkombinationen betrieben wurden, mit massiv paralleler Sequenzierungstechnologie charakterisiert ( Lee et al., 2016 ). Diese Studie lieferte die erste eingehendere Untersuchung einer mikrobiellen Gemeinschaft eines RAS-Biofilters und enthüllte eine sehr vielfältige Bakteriengemeinschaft, die sich als Reaktion auf Umweltbedingungen veränderte, aber eine konsistentere nitrifizierende Ansammlung, die typischerweise von Mikroorganismen der Nitrospira -Klassifizierung dominiert wird.

In dieser Studie wollten wir die bakterielle und archaeale Gemeinschaftsstruktur einer kommerziellen Süßwasser-RAS-Züchtung von Perca flavescens (Gelber Barsch) unter Verwendung eines Wirbelsand-Biofilters, der seit mehr als 15 Jahren in Betrieb ist, eingehend charakterisieren. Wir stellten die Hypothese auf, dass die Biofiltersand-Biofilmgemeinschaft eine zeitliche Variabilität aufweisen würde, die mit Umweltveränderungen verbunden ist, die mit dem Tieraufzuchtprozess und einer vielfältigen nitrifizierenden Ansammlung verbunden sind. Um diese Fragen zu beantworten, haben wir eine massiv parallele Sequenzierung verwendet, um die bakterielle und archaeale Biofiltergemeinschaft über Tiefen- und Zeitgradienten hinweg zu charakterisieren. Wir haben auch Nitrifikationsmarkergene für die Alpha-Untereinheit der Ammoniak-Monooxygenase ( amoA ; Rotthauwe et al., 1997) identifiziert und phylogenetisch klassifiziert; Pesteret al., 2012 ; van Kessel et al., 2015 ) und Nitritoxidoreduktase Alpha ( nxrA ; Poly et al., 2008 ; Wertz et al., 2008 ) und Beta ( nxrB ; Pester et al., 2014 ) Untereinheiten, die im Biofilter vorhanden sind, und dann verfolgt ihre Häufigkeit mit der Biofiltertiefe und im Laufe eines Fischaufzuchtzyklus.

Materialen und Methoden

Beschreibung des UWM-Biofilters

Alle Proben wurden vom RAS-Biofilter (UWM-Biofilter) der Great Lakes Aquaculture Facility der University of Wisconsin-Milwaukee gesammelt. Von der Basis aus gemessen ist der Biofilter ~2,74 m hoch und hat einen Durchmesser von ~1,83 m. Der Wasserspiegel innerhalb des Biofilters beträgt ~2,64 m von der Basis, wobei sich die fluidisierte Sandfiltermatrix bis zu einer Höhe von ~1,73 m von der Basis erstreckt. Der Biofilter ist mit Wedron 510-Quarzsand gefüllt, der durch die Verwendung von 19 Plan-40-PVC-Sonden mit jeweils einem Durchmesser von 3,175 cm auf ~200 % Ausgangssandvolumen fluidisiert wird. Die Sonden erhalten Zufluss aus dem Klärbecken für festen Abfall, der durch die Filtermatrix aufsteigt. Proben für diese Studie wurden in drei Tiefen innerhalb des Wirbelsand-Biofilters entnommen, definiert als Oberfläche (~1,32–1,42 m von der Biofilterbasis), Mitte (~0,81–0,91 m von der Biofilterbasis) und Unterseite (~0,15–0,30 m, aus Biofilterbasis). Abbildungen des UWM-Biofilters und der Probenstellen sind in Abbildung dargestellt1 . Die maximale Durchflussrate des Biofilterzuflusses beträgt 757 l pro Minute, was eine hydraulische Verweilzeit von ~9,52 min ergibt. Typische Systemwasserqualitätsparameter sind wie folgt (Mittelwert ± Standardabweichung): pH 7,01 ± 0,09, Oxidations-Reduktions-Potential 540 ± 50 (mV), Wassertemperatur 21,7 ± 0,9 (°C) und gelöster Sauerstoff (DO) des Biofilterabflusses 8,20 ± 0,18 mg/l. Der Biofilter ist für den maximalen Betrieb bei 10 kg Futter pro Tag ausgelegt, was auf der vorhergesagten Ammoniakproduktion durch den Fischproteinabbau bei dieser Fütterungsrate basiert ( Timmons und Ebeling, 2013 ).

ABBILDUNG 1. DARSTELLUNG DES REZIRKULIERENDEN AQUAKULTURSYSTEMS (RAS) DES WIRBELSAND-BIOFILTERS VON UW-MILWAUKEE . Zu Illustrationszwecken ist nur ein einzelnes Zuflussrohr gezeigt. Neunzehn dieser Rohre sind im System vorhanden. Der Wasserfluss ist mit Richtungspfeilen dargestellt, Probenorte sind durch Kreise gekennzeichnet und die Biofilterhöhe ist aufgelistet.

Probenentnahme, -verarbeitung und DNA-Extraktion

Proben von der Oberseite der Biofiltermatrix wurden in autoklavierten 500-ml-Polypropylenflaschen gesammelt. Zwei Proben von der Oberfläche des Biofilters wurden während der letzten 2 Monate eines Gelbbarsch-Aufzuchtzyklus und dann unmittelbar vor Beginn eines neuen Aufzuchtzyklus im System gesammelt. Nachdem das System mit Fischen bestückt wurde, wurden in der ersten Hälfte des neuen Aufzuchtzyklus etwa jede Woche Proben entnommen (die während dieser Studie vorhandenen Gelbbarschstämme brauchen etwa 9 Monate, um auf Marktgröße heranzuwachsen). Nach dem Sammeln wurde Wasser aus den Biofiltermatrixproben zur weiteren Verarbeitung in eine zweite sterile 500-ml-Flasche dekantiert. Dann wurde etwa 1 g Nassgewichtssand aus der Probenflasche entfernt und zur Lagerung vor der DNA-Extraktion bei –80 °C eingefroren. Wasserproben wurden auf 0 filtriert. 22-μm-Filter (47 mm gemischte Celluloseester, EMD Millipore, Darmstadt, Deutschland), eingefroren bei –80 °C und vor der DNA-Extraktion mit einem sterilisierten Spatel mazeriert. Um die räumliche Verteilung von Bakterientaxa separat anzugehen, wurden Tiefenproben aus der Filtermatrix unter Verwendung von 50-ml-Spritzen mit angeschlossenem beschwertem Tygon-Schlauch (3,2 mm ID, 6,4 mm AD; Saint-Gobain SA, La Défense, Courbevoie, Frankreich) entnommen. Die Proben wurden nach dem ungefähren Abstand von der Filterbasis als Oberfläche, Mitte und Boden in Kategorien eingeteilt. Der Schlauch wurde mit 10 % Bleichmittel sterilisiert und zwischen den Probenentnahmen dreimal mit sterilem deionisiertem Wasser gespült. Die DNA wurde separat aus Biofiltersand- und Wasserproben (~1 g Nassgewicht bzw. 100 ml) unter Verwendung des MP Bio FastDNA extrahiert und vor der DNA-Extraktion mit einem sterilisierten Spatel mazeriert. Um die räumliche Verteilung von Bakterientaxa separat anzugehen, wurden Tiefenproben aus der Filtermatrix unter Verwendung von 50-ml-Spritzen mit angeschlossenem beschwertem Tygon-Schlauch (3,2 mm ID, 6,4 mm AD; Saint-Gobain SA, La Défense, Courbevoie, Frankreich) entnommen. Die Proben wurden nach dem ungefähren Abstand von der Filterbasis als Oberfläche, Mitte und Boden in Kategorien eingeteilt. Der Schlauch wurde mit 10 % Bleichmittel sterilisiert und zwischen den Probenentnahmen dreimal mit sterilem deionisiertem Wasser gespült. Die DNA wurde separat aus Biofiltersand- und Wasserproben (~1 g Nassgewicht bzw. 100 ml) unter Verwendung des MP Bio FastDNA extrahiert und vor der DNA-Extraktion mit einem sterilisierten Spatel mazeriert. Um die räumliche Verteilung von Bakterientaxa separat anzugehen, wurden Tiefenproben aus der Filtermatrix unter Verwendung von 50-ml-Spritzen mit angeschlossenem beschwertem Tygon-Schlauch (3,2 mm ID, 6,4 mm AD; Saint-Gobain SA, La Défense, Courbevoie, Frankreich) entnommen. Die Proben wurden nach dem ungefähren Abstand von der Filterbasis als Oberfläche, Mitte und Boden in Kategorien eingeteilt. Der Schlauch wurde mit 10 % Bleichmittel sterilisiert und zwischen den Probenentnahmen dreimal mit sterilem deionisiertem Wasser gespült. Die DNA wurde separat aus Biofiltersand- und Wasserproben (~1 g Nassgewicht bzw. 100 ml) unter Verwendung des MP Bio FastDNA extrahiert Tiefenproben wurden aus der Filtermatrix unter Verwendung von 50-ml-Spritzen mit angeschlossenem beschwertem Tygon-Schlauch (3,2 mm ID, 6,4 mm AD; Saint-Gobain SA, La Défense, Courbevoie, Frankreich) entnommen. Die Proben wurden nach dem ungefähren Abstand von der Filterbasis als Oberfläche, Mitte und Boden in Kategorien eingeteilt. Der Schlauch wurde mit 10 % Bleichmittel sterilisiert und zwischen den Probenentnahmen dreimal mit sterilem deionisiertem Wasser gespült. Die DNA wurde separat aus Biofiltersand- und Wasserproben (~1 g Nassgewicht bzw. 100 ml) unter Verwendung des MP Bio FastDNA extrahiert Tiefenproben wurden aus der Filtermatrix unter Verwendung von 50-ml-Spritzen mit angeschlossenem beschwertem Tygon-Schlauch (3,2 mm ID, 6,4 mm AD; Saint-Gobain SA, La Défense, Courbevoie, Frankreich) entnommen. Die Proben wurden nach dem ungefähren Abstand von der Filterbasis als Oberfläche, Mitte und Boden in Kategorien eingeteilt. Der Schlauch wurde mit 10 % Bleichmittel sterilisiert und zwischen den Probenentnahmen dreimal mit sterilem deionisiertem Wasser gespült. Die DNA wurde separat aus Biofiltersand- und Wasserproben (~1 g Nassgewicht bzw. 100 ml) unter Verwendung des MP Bio FastDNA extrahiert Der Schlauch wurde mit 10 % Bleichmittel sterilisiert und zwischen den Probenentnahmen dreimal mit sterilem deionisiertem Wasser gespült. Die DNA wurde separat aus Biofiltersand- und Wasserproben (~1 g Nassgewicht bzw. 100 ml) unter Verwendung des MP Bio FastDNA extrahiert Der Schlauch wurde mit 10 % Bleichmittel sterilisiert und zwischen den Probenentnahmen dreimal mit sterilem deionisiertem Wasser gespült. Die DNA wurde separat aus Biofiltersand- und Wasserproben (~1 g Nassgewicht bzw. 100 ml) unter Verwendung des MP Bio FastDNA extrahiert^® SPIN Kit for Soil (MP Bio, Solon, OH, USA) gemäß den Anweisungen des Herstellers, außer dass jede Probe 2 Minuten lang mit den im MP Bio FastDNA ^® SPIN Kit enthaltenen Beads bei der einzigen Betriebsgeschwindigkeit des Mini-BeadBeater-16 geschlagen wurde (Biospec Products, Inc., Bartlesville, OK, USA). DNA-Qualität und -Konzentration wurden unter Verwendung eines NanoDrop ^® Lite (Thermo Fisher Scientific Inc., Waltham, MA, USA) überprüft. Probendetails und zugehörige Umweltdaten und molekulare Analysen sind in Tabelle S1 aufgeführt.

Ammoniak- und Nitritmessungen

Sowohl für die Zeitreihe als auch für die Tiefenprofile wurde ein Seal Analytical AA3 Autoanalyzer (Seal Analytical Inc., Mequon, WI, USA) verwendet, um Ammoniak und Nitrit zu quantifizieren, wobei die vom Hersteller bereitgestellten Phenol- und Sulfanilamidprotokolle auf zwei getrennten Kanälen verwendet wurden. Um nur Nitrit zu quantifizieren, wurde die Cadmiumreduktionssäule nicht in den Auto Analyzer eingebaut. RAS-Bediener zeichneten alle anderen chemischen Parameter von eingetauchten Sonden auf, die Temperatur, pH-Wert und Oxidations-Reduktions-Potenzial maßen. Gemäß den Laborstandardarbeitsanweisungen verwendeten RAS-Bediener kolorimetrische Kits von Hach, um die Konzentrationen von Ammoniak und Nitrit im Aufzuchtbecken zu messen.

16S-rRNA-Gensequenzierung

Um die Lesetiefe für eine zeitliche Untersuchung der Biofilter-Oberflächengemeinschaften zu maximieren, verwendeten wir die Illumina HiSeq-Plattform und zielten getrennt auf die V6-Region des 16S-rRNA-Gens für Archaeen und Bakterien ab. Insgesamt haben wir Gemeindedaten von 15 Terminen für die zeitliche Analyse erhalten. Um Änderungen in der räumlichen Verteilung von Taxa über die Tiefe im Biofilter abzufragen und eine erhöhte taxonomische Auflösung zu erhalten, verwendeten wir die 16S-rRNA-Gen-V4-V5-Regionssequenzierung auf einem MiSeq von Illumina. Wir erhielten Proben aus drei Tiefen n = 5 für die Oberfläche, n = 5 für die Mitte und n= 4 für unten. Beispielmetadaten sind in Tabelle S1 aufgeführt. Extrahierte DNA-Proben wurden an das Josephine Bay Paul Center am Marine Biological Laboratory (V6 Archaea und V6 Bacteria ; V4-V5-Proben vom 8.12.2014 bis 18.2.2015) und an das Great Lakes Genomic Center (V4-V5 Proben vom 18.11.2014, 2.12.2014, 18.12.2014) für die massiv parallele 16S-rRNA-Gensequenzierung unter Verwendung zuvor veröffentlichter bakterieller ( Eren et al., 2013 ) und archaealer ( Meyer et al., 2013 ) V6 Illumina HiSeq und bakterielle V4-V5 Illumina MiSeq-Chemie ( Huse et al., 2014b ; Nelson et al., 2014). Die Reaktionsbedingungen und Primer für alle Illumina-Läufe sind in den oben genannten Zitaten aufgeführt und können abgerufen werden unter: https://vamps.mbl.edu/resources/primers.php#illumina . Sequenzlaufverarbeitung und Qualitätskontrolle für den V6-Datensatz sind in Fisher et al. (2015) , während CutAdapt verwendet wurde, um die V4-V5-Daten von Nukleotiden niedriger Qualität (phred-Score <20) und Primern zu trimmen ( Martin, 2011 ; Fisher et al., 2015 ). Getrimmte Reads wurden mit Illumina-Utils zusammengeführt, wie zuvor beschrieben ( Newton et al., 2015 ). Minimum Entropy Decomposition (MED) wurde für jeden Datensatz implementiert, um Sequenzen (MED-Knoten = Operational Taxonomic Units, OTUs) für die Zusammensetzung der Stichprobengemeinschaft und Diversitätsanalyse zu gruppieren (Eren et al., 2015 ). MED verwendet die über die Shannon-Entropie berechnete Informationsunsicherheit an allen Nukleotidpositionen eines Alignments, um Sequenzen in sequenzähnliche Gruppen aufzuteilen ( Eren et al., 2015 ). Die Sequenzdatensätze wurden mit den folgenden Einstellungen für die substanzielle Mindesthäufigkeit zerlegt: Bakterien V6, 377; archaeal V6, 123; bakteriell V4-V5, 21. Der substanzielle Mindestschwellenwert legt den Häufigkeitsschwellenwert für die Aufnahme von MED-Knoten (dh OTU) in den endgültigen Datensatz fest. Substantielle Mindesthäufigkeiten wurden berechnet, indem die Gesamtzahl der 16S-rRNA-Gensequenzen pro Datensatz durch 50.000 dividiert wurde, wie in den MED Best Practices vorgeschlagen (Sequenzzahlen sind in Tabelle S2 aufgeführt). Der Algorithmus Global Alignment for Sequence Taxonomy (GAST) wurde verwendet, um Sequenz-Reads eine Taxonomie zuzuweisen (Huse et al., 2008 ) und die Website Visualization and Analysis of Microbial Population Structures (VAMPS; Huse et al., 2014a ) wurde für die Datenvisualisierung verwendet.

Comammox -amoA- PCR

Um comammox Nitrospira amoA für die PCR und die anschließende Klonierung und Sequenzierung anzusteuern, wurden amoA- Nukleotidsequenzen von van Kessel et al. (2015) und Daims et al. (2015) wurden mit MUSCLE ( Edgar, 2004 ) ausgerichtet. Das Alignment wurde in EMBOSS importiert, um eine amoA - Konsensussequenz zu erzeugen ( Rice et al., 2000 ). Primersequenzen wurden aus dem Konsensus unter Verwendung von Primer3Plus (Untergasser et al., 2012) identifiziert , und die Kandidaten zusammen mit den von van Kessel et al. (2015), wurden anhand der Konsensussequenz in SeqMan Pro (DNAStar) unter Verwendung von MUSCLE ( Edgar, 2004 ) bewertet. Der pmoA- Vorwärtsprimer ( Luesken et al., 2011 ) und der Kandidaten-Primer COM_amoA_1R (diese Studie; Tabelle 1 ) boten die beste Kombination aus Leselänge und Spezifität und wurden anschließend verwendet, um amoA- Gene aus unseren Proben zu amplifizieren.

Aufbau einer Klonbibliothek und phylogenetische Analyse

Mehrere Endpunkt-PCR-Ansätze wurden verwendet, um die nitrifizierende Gemeinschaftszusammensetzung des RAS-Wirbelsand-Biofilters für amoA ( Gammaproteobacteria, Betaproteobacteria, Archaea und Comammox Nitrospira ), nxrA ( Nitrobacter spp.) und nxrB (Nicht - Nitrobacter NOB) zu untersuchen. Die verwendeten Primersätze und Reaktionsbedingungen sind in Tabelle 1 aufgeführt . Alle Endpunkt-PCR-Reaktionen wurden mit einem Volumen von 25 μl durchgeführt: 12,5 μl 2x Qiagen PCR-Mastermix (Qiagen, Hilden, Deutschland), 1,5 μl geeigneter Primer-Mix (F&R), 0,5 μl Rinderserumalbumin (BSA), 0,75 μl 50 mM MgCl ₂ und 1 μl DNA-Extrakt.

DNA-Proben von Biofilterwasser und -sand aus vier verschiedenen Zeitpunkten des Aufzuchtzyklus wurden verwendet, um Klonbibliotheken von archaealem amoA und Nitrospira sp. nxrB . Eine Probe aus der Mitte des Sandbiofilters wurde verwendet, um Klonbibliotheken für Betaproteobakterien -amoA und Comammox -amoA zu konstruieren . Die mittlere Biofilterprobe wurde ausgewählt, da sie gut definierte Amplikons produzierte, die zum Klonen von Ziel- amoA geeignet warenGene. Alle PCR-Reaktionen für Klonbibliotheken wurden unter Verwendung eines TOPO-PCR-2.1-TA-Klonierungskit-Plasmids (Invitrogen, Life Technologies, Carlsbad, CA) konstruiert. Bibliotheken wurden auf einem ABI 3730 Sanger-Sequencer mit M13 Forward-Primern sequenziert. Die Vektorplasmidsequenzkontamination wurde unter Verwendung von DNAStar (Lasergene Software, Madison, WI) entfernt.

Geklonte Sequenzen von Betaproteobacteria amoA, Archaea amoA und Nitrospira nxrB aus dieser Studie wurden zu ARB-Alignment-Datenbanken aus früheren Studien hinzugefügt ( Abell et al., 2012 ; Pester et al., 2012 , 2014 ). Comammox -amoA- Sequenzen aus dieser Studie wurden mit denen von van Kessel et al. abgeglichen. (2015) , Pintoet al. (2015) und Daims et al. (2015) unter Verwendung von MUSCLE und in eine neue ARB-Datenbank importiert, wo die Ausrichtung vor der phylogenetischen Baumrekonstruktion heuristisch korrigiert wurde. Für die AOA, AOB und Nitrospira amoAPhylogenien, Beziehungen wurden unter Verwendung von Maximum-Likelihood (ML) mit RAxML auf dem Cipres Science Gateway ( Miller et al., 2010 ; Stamatakis, 2014 ) und Bayes'scher Inferenz (BI) unter Verwendung von MrBayes mit einer signifikanten A-posteriori-Wahrscheinlichkeit von <0,01 und den zugehörigen berechnet Konsensbaum ( Abell et al., 2012 ; Pester et al., 2012 , 2014 ) von ARB in einen Baumblock innerhalb der Eingabe-Nexus-Datei integriert, um die Berechnungszeit zu reduzieren ( Miller et al., 2010 ; Ronquist et al., 2012 ) . Konsensbäume wurden dann aus den ML- und BI-Rekonstruktionen unter Verwendung des Konsensbaumalgorithmus von ARB berechnet ( Ludwig et al., 2004 ).

Die in dieser Studie generierten Nitrospira-nxrB- Sequenzen waren signifikant kürzer als die für die phylogenetische nxrB- Rekonstruktion in Pester et al. (2014) , daher haben wir keine phylogenetischen Rekonstruktionen wie bei den anderen Markergenen durchgeführt. Stattdessen wurden die Sequenzen UWM Biofilter und Candidatus Nitrospira nitrificans zum Mehrheitskonsensbaum von Pester et al. (2014) unter Verwendung des Quick-Add-Parsimony-Tools des ARB-Pakets ( Ludwig et al., 2004 ). Dieses Werkzeug verwendet Sequenzähnlichkeit, um Sequenzen zu bereits vorhandenen Bäumen hinzuzufügen, ohne die Baumtopologie zu ändern.

qPCR-Assays für Zielmarkergene

Quantitative PCR-Assays wurden entwickelt, um zwei Nitrospira nxrB- Genotypen und zwei Nitrosomonas amoA- Genotypen in unserem System zu unterscheiden. Potenzielle qPCR-Primersequenzen wurden mit Primer3Plus ( Untergasser et al., 2012 ) auf MUSCLE ( Edgar, 2004 ) identifiziert) generierte Alignments in DNAStar (Lasergene Software, Madison, WI). Primerkonzentrationen und Anlagerungstemperaturen wurden für die Spezifität für jedes Reaktionsziel optimiert. Die Primer wurden mit Primer-BLAST auf NCBI überprüft, um sicherzustellen, dass die Assays mit ihren Zielgenen übereinstimmten. Die neu entworfenen Primer wurden unter Verwendung der Nicht-Ziel-Genotypsequenz sowohl in Endpunkt- als auch in Echtzeit-PCR-Verdünnungsreihen auf Kreuzreaktivität zwischen Genotypen getestet. Nach der Optimierung amplifizierten alle Assays nur den Zielgenotyp. Aufgrund der hohen Sequenzähnlichkeit zwischen den beiden archaealen amoA- Genotypen (> 90 % Identität) in unserem System wurde ein einziger qPCR-Assay entwickelt, um beide Genotypen unter Verwendung der oben beschriebenen Schritte anzusprechen. Die beiden eng verwandten Sequenztypen wurden in äquimolaren Mengen für Reaktionsstandards gepoolt. Ein KomammoxDas amoA qPCR-Primer-Set wurde mit den gleichen Methoden wie die anderen in dieser Studie vorgestellten Assays entwickelt. Alle Testbedingungen sind in Tabelle 1 aufgeführt . Alle qPCR-Assays wurden auf einem Applied Biosystems StepOne Plus Thermocycler (Applied Biosystems, Foster City, CA) durchgeführt. Klonierte Zielgene wurden verwendet, um Standardkurven von 1,5 × 10 ⁶ bis 15 Kopien pro Reaktion zu erstellen. Alle Reaktionen wurden dreifach durchgeführt, mit Schmelzkurve und Endpunktbestätigung der Assays (qPCR-Standardkurvenparameter und Effizienz sind in Tabelle S3 aufgeführt).

Statistik und Datenanalyse

Taxonomiebasierte Daten wurden mit Heatmaps visualisiert, die in der Statistiksprache R ( R Core Team, 2014 ) erstellt wurden, indem Funktionen aus den Bibliotheken gplots, Heatplus von Bioconductor Lite, VEGAN und RColorBrewer implementiert wurden. MED-Knoten wurden in allen Stichprobendiversitätsmetriken verwendet. Die EnvFit-Funktion im VEGAN ( Oksanen et al., 2015 ) R-Paket wurde verwendet, um die Beziehung zwischen RAS-Beobachtungsdaten und Änderungen in der Zusammensetzung der Biofilter-Bakteriengemeinschaft zu testen. Pearsons Korrelationen wurden unter Verwendung des Hmisc-Pakets in R ( Harrell, 2016 ) berechnet, um zu testen, ob 16S- rRNA-, amoA- und nxrB -Genkopien im Laufe der Zeit korrelierten. Kruskal-Wallis-Rangsummentests wurden im R-Basisstatistikpaket (R Core Team, 2014 ), um zu testen, ob die Populationen der oben genannten Gene nach Tiefe stratifiziert waren. Die ADONIS-Funktion von VEGAN wurde auf dem V4-V5-Tiefendatensatz verwendet, um die Signifikanz der beobachteten Bray-Curtis-Unähnlichkeit als Funktion der kategorialen Faktoren der Tiefe zu testen, mit Strata = NULL, da derselbe Biofilter mehrmals abgetastet wurde.

Biomasse-Modell

Um zu bestimmen, ob die beobachtete Ammoniakentfernung die Energie liefern könnte, die erforderlich ist, um die Anzahl potenzieller Ammoniak-oxidierender Mikroorganismen (AOM) im Biofilter zu unterstützen, wie sie über qPCR quantifiziert wurde, haben wir die stationäre Biomassekonzentration aus der gemessenen Ammoniakoxidation mit der folgenden Gleichung modelliert: 

 X _AO ist in früheren Modellen ( Mußmann et al., 2011 ) als Biomassekonzentration von Ammoniakoxidationsmitteln in Milligramm pro Liter definiert , in dieser Studie haben wir jedoch in Zellen pro feuchtem Gramm Sand umgerechnet, indem wir die mittleren Gramm Sand pro Liter ermittelt haben Wasser im Biofilter. Θ _x ist die mittlere Zellverweilzeit (MCRT) in Tagen und war für das System unbekannt. Θ ist die hydraulische Verweilzeit in Tagen, die in diesem System ~9,52 min oder 0,0066 Tage beträgt. Y _AO ist die Wachstumsausbeute von Ammoniakoxidierern und b _AO ist die endogene Respirationskonstante von Ammoniakoxidierern, die auf 0,34 kg flüchtige suspendierte Feststoffe (VSS)/kg NH4 ⁺ –N und 0,15 d ^{–1 geschätzt wurden}von Mußmann et al. (2011) . Δ S _NH 3 ist die Änderung der Substratammoniakkonzentration zwischen Zulauf und Ablauf in mg/l. Zur Berechnung von X _AO oder Biomassekonzentration haben wir den mittleren Zelldurchmesser (0,96 μm) für Candidatus Nitrosocosmicus franklandus ( Lehtovirta-Morley et al., 2016 ) verwendet, um das Biovolumen einer einzelnen Zelle zu berechnen, und den Umrechnungsfaktor von 310 fg verwendet *C/μm ³ ( Mußmann et al., 2011 ) um das Biovolumen mit der endogenen Atmung in Beziehung zu setzen. Die modellierte Biomassekonzentration wurde gegen einen Bereich potenzieller MCRT für einen RAS-Wirbelsandfilter aufgetragen (Summerfelt, persönliche Mitteilung). Die Ergebnisse alleramoA qPCR-Assays wurden kombiniert, um die gesamte Ammoniak-oxidierende Mikroorganismen-Biomasse in Kopienzahlen pro Gramm Nassgewicht Sand abzuschätzen. Die modellierte Biomasse wurde dann mit unseren AOM-qPCR-Assay-Ergebnissen verglichen. Ein kommentiertes R-Skript für das Modell ist auf GitHub verfügbar ( https://github.com/rbartelme/BFprojectCode.git ).

NCBI-Sequenz-Zugriffsnummern

Bakterielle V6-, V4-V5- und Archaeal-V6-16S-rRNA-Gensequenzen, die in dieser Studie generiert wurden, sind bei der NCBI SRA (SRP076497; SRP076495; SRP076492) erhältlich. Partielle Gensequenzen für amoA und nxrB sind über die NCBI Genbank erhältlich und haben die Zugangsnummern KX024777–KX024822.

Ergebnisse

Ergebnisse der Biofilterchemie

Die RAS-Betriebsdaten wurden vom Beginn eines Gelbbarsch-Aufzuchtzyklus bis etwa 6 Monate danach untersucht. Die mittleren Biofilter-Zuflusskonzentrationen von Ammoniak und Nitrit waren jeweils 9,02 ± 4,76 und 1,69 ± 1,46 μM. Die Biofilterabwasser-Ammoniakkonzentrationen (3,84 ± 7,32 μM) blieben innerhalb der toxikologischen Beschränkungen (< 60 μM) von P. flavescens , die im System gezüchtet wurden. Gelegentlich reicherte sich Nitrit über dem empfohlenen Schwellenwert von 0,2 μM sowohl im Aufzuchtbecken (0,43 ± 0,43 μM) als auch im Biofilterabfluss (0,73 ± 0,49 μM) an. Während der Betriebszeit des RAS wurden keine größeren Fischkrankheiten gemeldet. Umgebungs- und Betriebsdaten sind in Tabelle S1 aufgeführt.

Bakterien- und Archaea-Ansammlungen innerhalb des Biofilters

Die Charakterisierung der RAS-Biofilter-Bakteriengemeinschaft zeigte, dass sowohl die sandassoziierten als auch die Wassergemeinschaften auf einer breiten taxonomischen Ebene vielfältig waren; 17 Phyla lagen im Durchschnitt bei >0,1 % in jeder der Biofilter-Sand- und Wasserbakteriengemeinschaften (siehe Tabelle S2 für eine beispielhafte taxonomische Charakterisierung der Gattung). Proteobakterien (im Durchschnitt 40 % der Biofilter-Sandgemeinschaftssequenzen und 40 % der Wassersequenzen) und Bacteroidetes (18 % in Sand, 33 % in Wasser) dominierten sowohl Wasser- als auch Sandbakteriengemeinschaften. Bei der taxonomischen Klassifizierung auf Familienebene unterschied sich die mit Biofiltersand assoziierte Gemeinschaft von der Wassergemeinschaft. Der größte Teil der Sequenzen in den Sandproben wurde den Bakteriengruppen Chitinophagaceae zugeordnet(durchschnittliche relative Häufigkeit 12 %), Acidobacteria- Familie unbekannt (9 %), Rhizobiales - Familie unbekannt (6 %), Nocardioidaceae (4 %), Spartobacteria- Familie unbekannt (4 %) und Xanthomonadales - Familie unbekannt (4 %). Wasserproben wurden von Sequenzen dominiert, die als Chitinophagaceae (14 %), Cytophagaceae (8 %), Neisseriaceae (8 %) und Flavobacteriaceae (7 %) klassifiziert wurden. Auf Gattungsebene waren Kribbella, Chthoniobacter, Niabella und Chitinophaga die zahlreichsten klassifizierten Taxa, jeweils mit durchschnittlich >3 % relativer Häufigkeit in den Biofilterproben.

Unter Verwendung von Minimum Entropy Decomposition (MED), um eine hochgradig diskriminierende Sequenzeinteilung zu erhalten, identifizierten wir 1261 Knoten (OTUs) im gesamten Bakteriendatensatz. Ein MED-basierter Vergleich der Bakteriengemeinschaftszusammensetzung (Abbildung 1 ) unterstützte die Muster, die unter Verwendung einer breiteren taxonomischen Klassifizierung beobachtet wurden, was darauf hinweist, dass die Biofiltersand-assoziierte Gemeinschaft sich von der im Biofilterwasser vorhandenen Ansammlung unterschied.

Im Gegensatz zu der großen Diversität in der Bakteriengemeinschaft stellten wir fest, dass die archaeale Gemeinschaft von einer einzigen taxonomischen Gruppe dominiert wird, die der Gattung Nitrososphaera angehört

Dieses Taxon machte > 99,9 % der Archaea -klassifizierten Sequenzen aus, die in den Biofilterproben identifiziert wurden (Tabelle S2). Dieses Taxon war auch fast vollständig durch eine einzelne Sequenz (> 95 % der als Archaea klassifizierten Sequenzen) repräsentiert, die mit einer Reihe von in der Datenbank hinterlegten Thaumarchaeota - Sequenzen identisch war, einschließlich des vollständigen Genoms von Candidatus Nitrosocosmicus oleophilus (CP012850), zusammen mit Klonen aus aktivierten Klärschlamm, Abwasserbehandlung und Süßwasseraquarien (KR233006, KP027212, KJ810532–KJ810533).

Die anfängliche Charakterisierung der Biofiltergemeinschaftszusammensetzung ergab unterschiedliche Gemeinschaften zwischen dem Biofiltersand und dekantiertem Biofilterwasser (Abbildung 2 ). Basierend auf diesen Daten und der Tatsache, dass die Wirbelschichtbiofilternitrifikation hauptsächlich in partikelgebundenen Biofilmen stattfindet ( Schreier et al., 2010 ), haben wir unsere weiteren Analysen auf die Biofiltersandmatrix konzentriert. In den Sandproben beobachteten wir im Laufe der Zeit eine signifikante Veränderung der Zusammensetzung der Bakteriengemeinschaft (MED-Knoten) (Tabelle 2). Der frühe Teil der Studie, der einen Zeitraum umfasste, in dem Gelbbarsche in Marktgröße im System vorhanden waren (Probe –69 und –26), eine Brachezeit nach der Entfernung der Fische (Probe 0) und die Zeit nach der Wiederaufstockung von Misch- Jungfische (Probe 7 und 14) hatten eine variablere Zusammensetzung der Bakteriengemeinschaft (mittlere Bray-Curtis-Ähnlichkeit 65,2 ± 6,5 %) als die übrigen Proben ( n = 9), die zu Zeitpunkten gesammelt wurden, nachdem eine Futterquelle für ausgewachsene Tiere begonnen worden war ( 20,0 ± 6,4 %, Abbildung 3 ). Mehrere betriebliche und gemessene physikalische und chemische Parameter, einschließlich Oxidations-Reduktions-Potential, Beschickungsgröße, Leitfähigkeit und Nitrit aus dem Biofilter wurden korreliert ( S< 0,05) mit den zeitabhängigen Änderungen in der Zusammensetzung der Bakteriengemeinschaft (siehe Tabelle 2 für Umweltkorrelationsergebnisse).

	ABBILDUNG 2.DENDROGRAMM, DAS DIE ZUSAMMENSETZUNGSBEZIEHUNGEN DER BAKTERIENGEMEINSCHAFT ZWISCHEN BIOFILTERSAND- UND BIOFILTERWASSERPROBEN VERANSCHAULICHT . Ein Complete-Linkage-Dendogramm wird anhand von Bray-Curtis-Stichproben-Unähnlichkeitsbeziehungen dargestellt, die auf Knotenverteilungen der minimalen Entropiezerlegung zwischen Stichproben basieren (V6-Datensatz). Die Blätter des Dendrogramms sind mit der Tageszählung beschriftet, wobei 0 den Beginn eines Fischaufzuchtzyklus darstellt. Negative Zahlen sind Tage vor einem neuen Aufzuchtzyklus. Auf die Tageszählung folgt das Datum der Probenahme (MM.TT.JJ). Siehe Tabelle S1 für Beispielmetadaten.
	TABELLE 2.KORRELATIONEN ZWISCHEN UMWELTVARIABLEN UND DER ZUSAMMENSETZUNG DER BAKTERIENGEMEINSCHAFT .
	ABBILDUNG 3.NICHTMETRISCHES MULTIDIMENSIONALES SKALIERUNGSDIAGRAMM DER UNÄHNLICHKEIT DER ZUSAMMENSETZUNG DER BRAY-CURTIS-BAKTERIENGEMEINSCHAFT ZWISCHEN DEN STICHPROBENZEITPUNKTEN . nMDS Stress = 0,07 und Dimensionen (k) = 2. Pfeile zeigen den Verlauf der Probe durch die Zeit vom Ende eines Aufzuchtzyklus (Tagnummer –69 und –26) zu einem Zeitraum ohne Fische (0) und in die nachfolgende Aufzucht Zyklus (7–126). Der Kreis zeigt Proben, die genommen wurden, nachdem die Fische auf eine Größe angewachsen waren, bei der Futterart und -menge stabilisiert waren (3 mm pelletiertes Futter und 3–7 kg Futter pro Tag).
Unter Verwendung eines zweiten Sequenzdatensatzes (V4-V5 16S rRNA-Gensequenzen) untersuchten wir die mit Sand assoziierte Bakteriengemeinschaftszusammensetzung über einen Tiefengradienten (Oberfläche, Mitte, Boden). Wir fanden heraus, dass sich die Bakteriengemeinschaften in den oberen Sandproben von denen in der Mitte und unten unterschieden (ADONIS R 2 = 0,74, p = 0,001; Abbildung 4 ). Die Planctomyceten stellten einen größeren Teil der Gemeinschaft im Oberflächensand dar (im Durchschnitt 15,6 % des Oberflächensands gegenüber 9,6 % des mittleren/unteren Sands), während die mittleren und unteren Schichten einen größeren Anteil an Chitinophagaceae beherbergten (7,4 % im Oberflächensand vs 16,8 % Mitte/unten) und Sphingomonadaceae(2,4 % in der Oberfläche vs. 7,9 % in der Mitte/unten; Abbildung 4 ).
	ABBILDUNG 4.TIEFENVERGLEICH DER ZUSAMMENSETZUNG DER BAKTERIELLEN BIOFILTERGEMEINSCHAFT . Eine Heatmap wird für alle Bakterienfamilien mit einer relativen Häufigkeit von ≥ 1 % in jeder Probe dargestellt. Die relative Taxonhäufigkeit wurde aus der V4–V5-16S-rRNA-Gensequenzierung generiert und ist mit einer Skala von 0 bis 25 % angegeben. Das Dendrogramm repräsentiert die Bray-Curtis-Unähnlichkeit zwischen der Zusammensetzung der Probengemeinschaft. Proben-IDs werden aufgelistet und die Probentiefe wird durch auf dem Diagramm neben dem Dendrogramm angezeigt. Probennamen entsprechen Probenmetadaten in Tabelle S1.

Zusammensetzung und Phylogenie der Nitrifikationsgemeinschaft

Die massiv parallelen 16S-rRNA-Gensequenzierungsdaten zeigten, dass Bakterientaxa, die nicht mit Nitrifikation assoziiert sind, die Mehrheit (~92 %) der Sandbiofilter-Bakteriengemeinschaft ausmachten. Im Gegensatz dazu wurden > 99,9 % der archaealen 16S-rRNA-Gensequenzen einem einzelnen Taxon zugeordnet, das mit bekannter AOA assoziiert ist. Unter den Bakterientaxa stellte Nitrosomonas <1 % der Gesamtgemeinschaft in allen Proben dar, und es wurden keine Nitrobacter -Sequenzen erhalten. Wir waren auch nicht in der Lage, Nitrobacter nxrA- Gene (Abbildung S1) mit einem allgemein verwendeten Primer-Set zu amplifizieren ( Poly et al., 2008 ; Wertz et al., 2008 ). Im Gegensatz dazu war Nitrospira ziemlich reichlich vorhanden und machte 2–5 % der gesamten Bakteriengemeinschaft aus (Tabelle S2).

Zusätzlich zu den Daten der 16S-rRNA-Gengemeinschaft amplifizierten, klonierten und sequenzierten wir nitrifizierende Markergene, die die dominanten nitrifizierenden Taxa im UWM-Biofilter darstellen. Die archaealen amoA -Sequenzen (KX024777–KX024795) gruppierten sich in zwei unterschiedliche Genotypen mit einer durchschnittlichen Nukleotididentität von 97 bis 99 %. Beide Genotypen wurden phylogenetisch im Nitrososphaera -Schwestercluster platziert (Abbildung 5 ), der die Kandidatengattung Nitrosocosmicus umfasst ( Lehtovirta-Morley et al., 2016 ), aber die Sequenzen waren am engsten mit den amoA- Genen von Archaeon G61 (97 % Nukleotid Identität; KR233005). Sequenzierte Amplikons für betaproteobakterielles amoA(KX024803–KX024810) enthüllten auch das Vorhandensein von zwei AOB-Genotypen, die mit Nitrosomonas assoziiert sind . Diese Nitrosomonas -Genotypen waren am engsten verwandt (99 % Identität) mit Umweltsequenzen, die aus Süßwasseraquarien und Belebtschlamm erhalten wurden ( 6 ).

	ABBILDUNG 5.AMMONIAK-OXIDIERENDER ARCHAEA-KONSENSBAUM . Ein phylogenetischer Konsensbaum wurde aus phylogenetischen Rekonstruktionen mit maximaler Wahrscheinlichkeit und Bayes'scher Inferenz generiert. Die Unterstützung von Konsensbäumen wird durch farbige Kreise an Baumknoten angezeigt. Eingeklappte Knoten und zugewiesene Namen basieren auf Pester et al. (2012) . Auf Klon- und taxonomische Namen folgen NCBI-Zugangsnummern. Ammoniak-oxidierende Archaea-amoA-Sequenzen, die in dieser Studie generiert wurden, sind hervorgehoben
	ABBILDUNG 6.KONSENSBAUM DER AMMONIAK-OXIDIERENDEN BAKTERIEN . Ein phylogenetischer Konsensbaum wurde aus phylogenetischen Rekonstruktionen mit maximaler Wahrscheinlichkeit und Bayes'scher Inferenz generiert. Die Unterstützung von Konsensbäumen wird durch farbige Kreise an Baumknoten angezeigt. Eingeklappte Knoten und zugewiesene Namen basieren auf Abell et al. (2012) . Auf Klon- und taxonomische Namen folgen NCBI-Zugangsnummern. Die Klade, die den Nitrosomonas-amoA- Genotyp enthält, UWM - Nitroso - 1 -amoA ist grün hervorgehoben, und UWM - Nitroso -2-amoA ist gelb hervorgehoben.
Der UWM-Biofiltersand beherbergte auch zwei phylogenetisch unterschiedliche und divergente Kladen von nxrB- Sequenzen (85–86 % Nukleotididentität zwischen den Genotypen; KX024811–KX024822), die der Gattung Nitrospira angehörten . Nitrospira nxrB uwm-1 bildete eine Klade, die sich von kultivierten Nitrospira spp. (~92 % Nukleotididentität mit Nitrospira bockiana ). Nitrospira nxrB uwm-2 gruppierte sich phylogenetisch mit Nitrospira spp., die an der vollständigen Nitrifikation beteiligt waren (d. h. Comammox; Daims et al., 2015 ; van Kessel et al., 2015 ; Abbildung 7A ). Wegen der Vereinigung vonNitrospira nxrB uwm–2 mit comammox nxrB - Sequenzen untersuchten wir den Biofilter weiter auf das Vorhandensein von Nitrospira -ähnlichen amoA- Genen. Anschließend amplifizierten wir ein einzelnes Nitrospira - ähnliches amoA aus den Biofilterproben, und die phylogenetische Inferenz platzierte dieses amoA auf einem monophyletischen Zweig mit derzeit bekannten Nitrospira-amoA- Sequenzen, aber in einem bestimmten Cluster (Abbildung 7B ) mit einem Trinkwasser-Metagenom-Contig ( Pinto et al., 2015 ) und ein „Crenothrix pmoA/amoA “ Paddy Soil Clone (KP218998; van Kessel et al., 2016). Einen Link zu ARB-Datenbanken mit diesen Daten finden Sie unter https://github.com/rbartelme/ARB_dbs .
	ABBILDUNG 7.KONSENS-STAMMBÄUME FÜR NITROSPIRA - ÄHNLICHE (A) nxrB- und (B) amoA- Gene. Für die nxrB-Phylogenie wurde der Konsensbaum von Pester et al. (2014) ist illustriert. Die UWM-Biofilter- und Candidatus Nitrospira nitrificans-Sequenzen wurden dieser phylogenetischen Rekonstruktion mit dem Quick-Add-Parsimony-Tool des ARB-Pakets ( Ludwig et al., 2004 ) hinzugefügt, um die Baumtopologie nicht zu verändern. Für die amoAPhylogenie wurde ein phylogenetischer Konsensbaum aus phylogenetischen Rekonstruktionen mit maximaler Wahrscheinlichkeit und Bayes'scher Inferenz generiert. Die Unterstützung von Konsensbäumen wird durch farbige Kreise an Baumknoten angezeigt. Den Klonnamen folgen NCBI-Zugangsnummern oder ein Manuskriptzitat. In beiden Bäumen sind in dieser Studie generierte Sequenzen mit farbigen Kästchen hervorgehoben.
Zeitliche und räumliche Quantifizierung von Nitrifikationsmarkergenen Wir haben die zeitliche und räumliche Stabilität der nitrifizierenden Organismen im UWM-Biofilter untersucht, indem wir qPCR-Assays entwickelt haben, die spezifisch für identifizierte amoA- und nxrB- Gene sind. Innerhalb der Ammoniak-oxidierenden Gemeinschaft hatten AOA und Comammox- Nitrospira ( amoA -Assay) Raum-Zeit-Häufigkeitsmuster, die sich von denen der Nitrosomonas - Genotypen unterschieden. Beispielsweise waren AOA und Comammox- Nitrospira in allen Proben zahlenmäßig dominant (Bereich = 450–6500:1) gegenüber Nitrosomonas (kombinierte UWM-Nitroso-1- und Nitroso-2-Genotypen) (Abbildung 8 ; Tabelle 3 ). Die AOA und comammox- Nitrospirahatte im Laufe der Zeit auch stabilere Häufigkeiten [Variationskoeffizient (CV) = 0,38 und 0,55 vs. 1,33 und 1,32 für Nitroso-1 und Nitroso-2; Abbildung 8 ], Kopienzahlkonzentrationen, die weniger von der Tiefe des Biofilters beeinflusst wurden (Tabelle 3 ), und Comammox- Nitrospira waren im gesamten Biofilter etwa 1,9-mal häufiger als AOA. Schließlich zeigten die beiden Nitrosomonas-amoA- Genotypen eine starke zeitliche Häufigkeitskorrelation (Pearsons R = 0,90, Pseudo - p = 0,0002), die nicht mit AOA oder dem Comammox - Nitrospira geteilt wurde (Pearsons R = 0,65 und 0,69 und Pseudo - p = 0,031 und 0,019) . , beziehungsweise).
	ABBILDUNG 8. KONZENTRATION DES NITRIFIKATIONSMARKERGENS ÜBER DIE ZEIT . Diagramm (A) veranschaulicht die amoA - Kopienzahl (CN) pro Gramm Biofiltersand und Diagramm (B) nxrB CN pro Gramm Biofiltersand für alle identifizierten Genotypen. Die Standardabweichung der dreifachen qPCR-Reaktionen ist für jede Probe angegeben. Die x-Achse gibt die Zeit an, wobei der Zeitpunkt 0 den Beginn eines Fischaufzuchtzyklus darstellt. Proben, die im vorherigen Aufzuchtzyklus gesammelt wurden, sind mit negativen Werten gekennzeichnet. Siehe Tabelle S1 für Beispielmetadaten.
	TABELLE 3.NITRIFIKATIONSMARKERGENKONZENTRATIONEN IN BIOFILTERSAND .
	ABBILDUNG 9.HEATMAP DER HÄUFIGKEITSMUSTERKORRELATIONEN FÜR NITRIFIKANTEN-GENOTYPEN . Pearson-Korrelationskoeffizientenwerte (r) sind aufgelistet und gemäß der Stärke der Häufigkeitskorrelation zwischen Markergenen für jeden Genotyp gefärbt. Violette Farben zeigen stärkere Korrelationen und grüne Farben zeigen schwächere Korrelationen an.
Ammoniak-oxidierendes Mikroorganismus-Biomassemodell Die geschätzten Zelldichten für Ammoniak-Oxidationsmittel im Biofilter wurden als Funktion der mittleren Zellverweilzeit (MCRT) modelliert. Da die MCRT des Biofilters unbekannt war, wurde im Modell ein Wertebereich (1–30 Tage) verwendet. Das Modell legt nahe, dass die kombinierten geschätzten Ammoniak-Oxidationsmittel-Zelldichten ( Nitrosomonas + AOA + Commamox- Nitrospira ) durch die beobachtete Ammoniak-Oxidation gestützt werden könnten, und überschätzte diese Dichten tatsächlich. Zum Beispiel zeigt das Modell an, dass die Ammoniak-Oxidationsmittel-Biomasse bei einer mittleren Zellverweilzeit (MCRT) von 20 Tagen fast das Maximum erreicht ( 10 ). Bei dieser 20-tägigen MCRT zeigt das Modell an, dass die gemessene Ammoniakentfernungsrate ~6,2-mal mehr Zellen unterstützen könnte, als wir beobachtet haben (Abbildung 10 ).
	ABBILDUNG 10.MODELLAUSGABE DER AMMONIAK-OXIDATIONSMITTEL-ZELLKONZENTRATION ALS FUNKTION DER MITTLEREN ZELLVERWEILZEIT (MCRT) DES BIOFILTERS . Die rote Linie zeigt Schätzungen der Ammoniak-Oxidationsmittel-Zellhäufigkeit aus der mittleren Änderung der Ammoniakkonzentration über die Filtermatrix als Funktion der mittleren Zellverweilzeit. Der schattierte graue Bereich stellt den Bereich der Zellhäufigkeitsschätzungen aus den minimal und maximal beobachteten Ammoniakentfernungsraten dar. Die horizontale gestrichelte Linie zeigt die qPCR-geschätzte Gesamt-Ammoniak-Oxidationsmittel-Häufigkeit (Ammoniak-oxidierende Archaea + Ammoniak-oxidierende Bakterien + Comammox Nitrospira ) im System an.

Diskussion

Zusammensetzung der mikrobiellen Biofilter-Gemeinschaft

In dieser Studie haben wir Daten generiert, die die Zusammensetzung der mikrobiellen Gemeinschaft für einen nitrifizierenden RAS-Süßwasser-Biofilter im Produktionsmaßstab eingehend untersucht und unser Verständnis der Komplexität dieser Systeme über frühere Berichte hinaus erweitert haben ( Sugita et al., 2005 ; Sauder et al., 2011 ; Blancheton et al., 2013 ). Diese tiefere Abdeckung gab uns die Möglichkeit, zeitliche und tiefe Verteilungen sowohl für die gesamten bakteriellen als auch für die archaealen Gemeinschaften und die potenziellen nitrifizierenden Mitgliedskonsortien darin zu untersuchen. In früheren Studien von Süßwasser-RAS-Biofiltern wurden Actinobacteria, Gammaproteobacteria, Plantomycetes und Sphingobacteria als dominante Taxa identifiziert, wenn auch auf verfeinerten taxonomischen EbenenAcinetobacteria, Cetobacterium, Comamonas, Flectobacillus, Flavobacterium und Hyphomicrobium waren weit verbreitet ( Sugita et al., 2005 ). Alle diese Gattungen waren in unseren Biofiltersandproben vorhanden und relativ häufig (> 0,5 % Gesamtgemeinschaft; taxonomische Aufschlüsselung auf Gattungsebene in Tabelle S2), was darauf hindeutet, dass möglicherweise ein Selektionsdruck für Heterotrophe besteht, die systemübergreifend wirken. Einige Forscher haben die Hypothese aufgestellt, dass jeder RAS-Biofilter eine einzigartige mikrobielle Gemeinschaftszusammensetzung haben sollte, die durch Betriebskontrollen und Komponenten, die im RAS implementiert sind, geformt wird ( Sugita et al., 2005 ; Blancheton et al., 2013 ). Untermauert wird diese Idee von vielen der am häufigsten vorkommenden Bakteriengattungen in unserem System (z.Kribbella, Niabella, Chitinophaga, Byssovorax, Hyphomicrobium ) wurde in anderen Systemen nicht als häufig gemeldet. Während es wahrscheinlich zutrifft, dass jede mikrobielle Gemeinschaft unter den RAS-Biofiltern einzigartig sein wird, d. h. jeder Biofilter einen einzigartigen „mikrobiellen Fingerabdruck“ hat, ist die geringe Anzahl von RAS-Biofiltern mit Informationen über die Zusammensetzung der Gemeinschaft bis heute und die geringe Sequenzierungstiefe in bestehenden Studien, verbietet es, belastbare systemübergreifende Vergleiche anzustellen und zugrunde liegende Trends bei der Zusammensetzung der Community zu identifizieren, die sich auf den Systembetrieb beziehen.

Von verschiedenen Komponenten von RAS wird erwartet, dass sie einzigartigen Umgebungsselektivitätsdrücken ausgesetzt sind, und daher sollten mehrere unterschiedliche mikrobielle Gemeinschaften innerhalb eines einzigen RAS vorhanden sein. Unsere Gemeinschaftsdaten zeigen, dass es konsistente und signifikante Unterschiede in den Biofiltersand- und Wassergemeinschaften gibt. Zu diesen Unterschieden gehörten Gemeindemitglieder, die in den Wasserproben allgegenwärtig, aber fast ausschließlich waren. Diese Taxa könnten Restmitglieder sein, die von früheren Komponenten im System stammen (z. B. Aufzuchttank, Klärbecken), aber die hohe Scherkraft in einem Wirbelsandbett kann zu einem unbeständigen Durchgang dieser einströmenden Mikroorganismen führen. Die Wasserproben zeigten auch eine verringerte Darstellung prominenter sandassoziierter Taxa, einschließlich der meisten bekannten Nitrifikanten, Daher würden Studien, bei denen Biofilter-Abflusswasser entnommen wird, die mit der Nitrifikation verbundenen mikrobiellen Ansammlungen nicht genau darstellen. Diese Beobachtungen stützen frühere Beobachtungen mit dem gleichen Effekt und unterstützen weiter die Idee, dass sich eine vorübergehende planktonische mikrobielle Ansammlung ständig durch RAS-Komponenten bewegt, während sich eine unabhängige Gemeinschaft auf den Biofiltermedien entwickelt (Blancheton et al., 2013 ).

Unsere Zeitreihen zeigen, dass die Veränderung der Zusammensetzung der RAS-Biofilter-Bakteriengemeinschaft mit Veränderungen der Umweltparameter im Zusammenhang mit dem Fischwachstum korreliert (dh Anzahl der Fische, Wassertemperatur, Leitfähigkeit, Oxidations-Reduktions-Potenzial und Futtergröße). Dieses Ergebnis stimmt mit der Hypothese überein, dass die Variation der Biofilter-Bakteriengemeinschaft durch das Futter und das Fischwachstum verursachten Verschiebungen im C/N-Verhältnis folgt ( Michaud et al., 2006 , 2014). Die Variabilität der Gemeinschaft ist anscheinend auf die nicht-nitrifizierenden Mitglieder des Biofilters beschränkt, da sich die Zusammensetzung oder Häufigkeit der dominanten nitrifizierenden Organismen im Laufe der Zeit kaum verändert hat. Die Probenahme in verschiedenen Tiefen des Biofilters ergab unterschiedliche mikrobielle Gemeinschaften in jeder Sandschicht, was auf eine mögliche Aufteilung über physikalische und chemische Gradienten innerhalb des Biofilters hindeutet. Im Gegensatz zu den beobachteten zeitlichen Schwankungen waren diese Unterschiede sowohl in den heterotrophen Ansammlungen als auch in der Häufigkeit von Nitrifikanten vorhanden. Es scheint, dass dieser Biofilter eine stabile, aber in die Tiefe unterteilte nitrifizierende Gemeinschaft inmitten einer sich verändernden Bakteriengemeinschaft aufrechterhält, deren Zusammensetzung mit Schwankungen in der Nährstoffzufuhr verbunden ist, die letztendlich aus dem Ergebnis des Fischwachstums stammt.

Im Allgemeinen wird die heterotrophe mikrobielle Gemeinschaft des RAS-Biofilters nur als konkurrierend mit den Nitrifizierern um Ressourcen angesehen, und die Systemdesign-Richtlinien empfehlen den Betrieb auf der Grundlage dieser Prämisse ( Okabe et al., 1995 ). Diese Ansicht kann jedoch die weitere Entwicklung der Biofiltertechnologie einschränken, da sich herausstellt, dass der Kontext heterotropher Lebensgemeinschaften eine breitere Rolle bei der Nitrifikation spielen kann. Unsere Daten zeigen deutlich, dass die heterotrophe Gemeinschaft während „typischer“ Fischaufzuchtzyklen erheblich variiert. In einigen Szenarien ist es möglich, dass diese Änderungen die Nitrifikation beeinflussen. Beispielsweise ist bekannt, dass bestimmte Heterotrophe die Nitrifikationsraten in Nitrosomonas- und Nitrobacter- Bioreaktoren erhöhen ( Sedlacek et al., 2016). Es ist nicht bekannt, ob sich diese Wechselwirkungen auf andere Ammoniak- und Nitrit-oxidierende Taxa oder andere Systeme erstrecken, aber das Zusammenspiel zwischen Heterotrophen und Nitrifikanten als Mittel zur Erhöhung der Nitrifikationsraten in RAS sollte untersucht werden. Weitere Daten über Systeme hinweg und über längere Zeiträume in einem einzelnen System werden ebenfalls benötigt, um die „normale“ vs. stochastische Systemvariabilität einzugrenzen und wichtige Taxa- oder Community-Assembly-Prinzipien zu identifizieren, die RAS regeln.

Schlüsselwörter: rezirkulierendes Aquakultursystem, Biofilter, Nitrifizierer, Ammoniak-oxidierende Archaeen, Comammox, mikrobielle Gemeinschaften, Nitrospira

Zitat: Bartelme RP, McLellan SL und Newton RJ (2017) Freshwater Recirculating Aquaculture System Operations Drive Biofilter Bacterial Community Shifts around a Stable Nitrifying Consortium of Ammonia-Oxidizing Archaea and Comammox Nitrospira . Vorderseite. Mikrobiol . 8:101. doi: 10.3389/fmicb.2017.00101

Rezensiert von: Uwe Strotmann , Westfälische Hochschule, Deutschland, Sebastian Lücker , Radboud University Nijmegen, Niederlande, Hidetoshi Urakawa , Florida Gulf Coast University, USA

Kontext:  

ID: 293

Biofilme bestehen aus einer Schleimschicht (einem Film), in der Mischpopulationen[1] von Mikroorganismen (z. B. Bakterien, Algen, Pilze, Protozoen) in Konzentrationen von 1012 Zellen je Milliliter Biofilm[1] und von mehrzelligen Organismen[1] wie Rädertierchen, Fadenwürmern, Milben, Wenigborstern oder Insektenlarven, die sich von den Mikroorganismen ernähren, eingebettet sind. Sie werden im Alltag oft als sich glitschig-weich anfühlende, wasserhaltige Schleimschicht oder Belag wahrgenommen. Andere, umgangssprachliche Bezeichnungen sind Aufwuchs, Kahmhaut oder Sielhaut.

Von Asw-hamburg - Eigenes Werk, CC BY-SA 4.0, https://commons.wikimedia.org/w/index.php?curid=46898752

Beschreibung

Biofilme bilden sich überwiegend in wässrigen Systemen, wenn sich dort Mikroorganismen an Grenzflächen ansiedeln. Grundsätzlich können alle Flächen von Biofilmen bewachsen werden: zwischen Gas- und Flüssigphasen (z. B. freier Wasserspiegel), Flüssig- und Festphasen (z. B. Kies an der Gewässersohle) oder auch zwischen verschiedenen Flüssigphasen (z. B. Öltröpfchen im Wasser). Die Grenzfläche, auf der sich der Biofilm bildet, oder genauer die Phase in die der Film nicht oder kaum hineinwächst bildet das Substratum (Substrat; das darunter sich Erstreckende).

Im erweiterten Sinn werden als Biofilm alle Aggregate von Mikroorganismen bezeichnet, die in eine von ihnen gebildete Schleimschicht eingebettet sind.[2] Schwebstoffe in Gewässern bestehen oft aus mineralischen Partikeln, die von Biofilmen bewachsen sind. Auch der Belebtschlamm in Kläranlagen hat wesentliche Eigenschaften eines Biofilms. Er besteht aus Flocken, die selber eine zur Besiedlung geeignete Oberfläche haben. Biofilme können als eine sehr ursprüngliche Form des Lebens gelten, denn die ältesten Fossilien, die man bisher gefunden hat, stammen von Mikroorganismen in Biofilmen, die vor 3,2 Milliarden Jahren gelebt haben. Es handelt sich dabei um in Westaustralien (Pilbara Kraton) gefundene Stromatolithen (biogene Sedimentgesteine). Der Biofilm als Lebensform hat sich so gut bewährt, dass er bis heute weit verbreitet ist. Die weitaus überwiegende Zahl an Mikroorganismen lebt in der Natur in Form von Biofilmen.[4][FSE 1]

Zusammensetzung

Abb. 2: Makromoleküle eines Biofilms. (Modifiziert nach Fuchs[FSE 2]) Von oben:
Cytoplasma (CP) eines sphaeroplastierten Bakteriums mit Cytoplasmamembran (CPM).
Interzellulare (IC) Glykokalyx mit Exo-Polysacchariden (EPS), DNS (DNA), hydrophoben (HPr) und wasserlöslichen Proteinen (SPr).
Periplasmamembran (PPM), Zellwand (W), Periplasma (PPl), Cytoplasmamembran und Cytoplasma eines Bakteriums.

Der Biofilm enthält außer den Mikroorganismen hauptsächlich Wasser. Von den Mikroorganismen ausgeschiedene extrazelluläre polymere Substanzen (EPS) bilden in Verbindung mit Wasser Hydrogele, so dass eine schleimartige Matrix entsteht, in der Nährstoffe und andere Substanzen gelöst sind. Oft werden von der Matrix auch anorganische Partikel oder Gasbläschen eingeschlossen. Die Gasphase kann je nach Art der Mikroorganismen mit Stickstoff, Kohlenstoffdioxid, Methan oder Schwefelwasserstoff angereichert sein.

Die EPS bestehen aus Biopolymeren, die in der Lage sind, Hydrogele zu bilden und die somit dem Biofilm eine stabile Form geben. Dabei handelt es sich um ein weites Spektrum von Polysacchariden, Proteinen, Lipiden und Nukleinsäuren (extrazelluläre DNA).

In Biofilmen leben normalerweise verschiedene Mikroorganismenarten gemeinsam. Neben den ursprünglichen Biofilm-Bildnern können auch andere Einzeller (Amöben, Flagellaten u. a.) integriert werden. Im Abstand von wenigen hundert Mikrometern können aerobe und anaerobe Zonen vorkommen, sodass aerobe und anaerobe Mikroorganismen eng nebeneinander leben können.

Form

Fluoreszenz-mikroskopische Aufnahme eines Multi-Spezies-Biofilms auf rostfreiem Stahl
Im Kernbereich ist der Biofilm meist kompakt (Basis-Biofilm). Der Randbereich (Oberflächen-Biofilm) kann entweder ebenfalls kompakt und regelmäßig geformt sein und eine ebene Grenzfläche zum überströmenden Fluid bilden oder unscharf ausgeformt und wesentlich lockerer sein. In letzterem Fall kann der Oberflächen-Biofilm einer Berg-und-Tal-Bahn ähneln, wenn beispielsweise Bakterienarten fadenförmig (filamentös) in das Fluid hineinwachsen oder wenn das Substratum mit Protozoen (z. B. Glockentierchen) oder höheren Organismenarten besiedelt ist.

Die Biofilm-Matrix ist dann oft von Poren, Kavernen und Gängen durchzogen, die einen Stoffaustausch zwischen den Bakterienzellen und eine Versorgung mit Wasser ermöglichen. So finden sich häufig pilzförmige oder turmartige Strukturen. Dort treten konvektive Stofftransportvorgänge auf, wenn diese von Flüssigkeit durchströmt werden. Im Bereich der Oberfläche des Biofilms können konvektive Mischungsvorgänge zusätzlich durch Bewegung von in die Strömung hineinragenden Auswüchsen (z. B. „Abwasserpilze“ wie Sphaerotilus natans) ausgelöst werden. Im Inneren von Biofilmen werden gelöste Stoffe überwiegend durch Diffusion transportiert. An der Grenzschicht zum Wasser können immer wieder Zellen oder ganze Teile des Biofilms abgegeben und vom vorbeiströmenden Wasser aufgenommen werden.

Bildung und Reifung von Biofilmen

Abb. 4: Phasen und mikroskopische Aufnahmen der Biofilmentwicklung. Die Entstehung und Ausbildung eines Biofilms kann in drei Phasen unterteilt werden: Die Induktionsphase (Abb. 4 und 6, 1–2) die Akkumulationsphase (3) und die Existenzphase (4–5).

Besiedlung von Oberflächen

Typische Mikroorganismen haben nach landläufiger Vorstellung Geißeln (Abb. 6, 1) und bewegen sich frei in der Wassersäule. Tatsächlich handelt es sich bei solchen Schwärmerzellen[FSE 3] in der Regel nur um das Verbreitungsstadium von Biofilm-Bewohnern.

Dass die absolute Mehrheit von Bakterien und Archaeen in Biofilmen verwurzelt ist, hat einen zwingenden Grund: Sie würden ansonsten vom lebensnotwendigen Wasser aus ihrem Biotop herausgewaschen. Bodenbakterien würden im nächsten Fluss landen und von dort aus ihre letzte Reise ins Sediment eines Ozeans antreten. Ebenso erginge es den Mikroorganismen im Belebtschlamm von Kläranlagen.

Um überhaupt das freie Wasser verlassen zu können, benötigen Mikroorganismen wasserabweisende hydrophobe Substanzen an der Oberfläche ihrer Zellen. Diese ermöglichen den Organismen eine auf Van-der-Waals-Kräften beruhende Anheftung an hydrophobe Flächen. Da nahezu alle Flächen in aquatischen Biotopen mit Biofilmen bewachsen sind[FSE 4], assoziieren sich die meisten Schwärmerzellen mit vorhandenen Biofilmen.

Solche Organismen können sich aber auch an unbesiedelte Flächen direkt anheften. Glatte hydrophobe Flächen, wie z. B. Polystyrol oder die Cuticula von vielen Pflanzen können direkt besiedelt werden, allerdings nur, wenn sie mit Wasser benetzbar sind. Durch den Lotuseffekt vermeiden allerdings viele Pflanzen den Bewuchs ihrer Blätter durch Mikroorganismen.

An leere hydrophile Oberflächen lagert sich zunächst eine dünne, zähflüssige Schicht aus organischen Substanzen an. Diese Biopolymere entstammen den Schleimhüllen, die sich um Bakterienzellen bilden (EPS), sich gelegentlich ganz oder teilweise ablösen und beim Kontakt mit Grenzflächen adsorptiv gebunden werden. Solche biogenen Substanzen sind in der Natur allgegenwärtig.[FSE 5]

Die Metamorphose zum Biofilm-Bewohner

Abb. 5: Lebenszyklus von Caulobacter. Eine Schwärmerzelle (1) wirft ihre Geißel ab und die Pili werden verkürzt (2). Die entstandene Stielzelle (3) wächst und bildet neue Schwärmzelle (4)[FSE 6]

Wenn der Ort der Anheftung das Wachstum des jeweiligen Organismus ermöglicht, wirft er in der Regel seine Geißel(n) ab. Bei vielen Organismen tritt allerdings noch eine wesentlich tiefer gehende Veränderung ein.

Deutlich sichtbar ist diese bei Caulobacter, einem aeroben α-Proteobacterium. Nach Verlust der Geißel zieht die Schwärmerzelle ihre der Anheftung dienenden Pili ein und wird zur Stielzelle. Die ist im Gegensatz zur Schwärmzelle teilungsfähig und beginnt sofort mit einer asymmetrischen Teilung. Bei der entsteht eine neue Schwärmerzelle. Nach der Trennung kann die Stielzelle bei geeigneten Bedingungen immer wieder neue Schwärmerzellen bilden.[FSE 7]

Mindestens ebenso tiefgreifend sind die Veränderungen bei dem Bodenbakterium Bacillus subtilis (Abb. 6). Nach Anheftung und Verlust der Begeißelung entstehen bei nachfolgenden Zellteilungen fädige Strukturen, weil die Zellwände der Organismen nicht getrennt werden. Gleichzeitig werden Polymere ausgeschieden, die dem entstehenden Film eine seitliche Festigkeit geben. Solche Veränderungen werden epigenetisch ausgelöst.[6]

Infolge der Vermehrung der Zellen, die sich an einer Oberfläche angelagert haben, kommt es zu einer Ausbreitung der Organismen. Die Grenzfläche wird in Form eines Films (Biofilm) erst flächig besiedelt. Gleichzeitig oder später wachsen die Biofilme mehrschichtig auf und bilden schließlich heterogene dreidimensionale Strukturen. Bacillus subtilis produziert bis zu dieser Phase nahezu ausschließlich fädige Zellverbände.

Konkurrenzvermeidung
Zwischen den Zellen eines Biofilms herrscht im Prinzip eine Konkurrenz um Nährstoffe, bei denen diejenigen Zellen einen klaren Vorteil haben, die der Nahrungsquelle am nächsten sind. Dagegen drohen die Zellen im Inneren zu verhungern. Passiert das, dann sind sie nicht mehr in der Lage, den Zusammenhalt aufrechtzuerhalten. Tatsächlich gibt es Mechanismen der Zelldichteregulation und der Kommunikation zwischen den Zellen (Quorum Sensing)[FSE 8], die dem entgegenwirken.

Für Bacillus subtilis wurde 2015 solch ein Mechanismus erstmals im Detail aufgeklärt.[7] Dafür wurde ein Biofilm aus einer Reinkultur dieser Bakterien in einem Chemostat-Bioreaktor untersucht. Der Biofilm wurde kontinuierlich mit Nährstoffen versorgt, und dennoch unterbrachen die Zellen ihr Wachstum periodisch, bis die Zellen im Inneren des Biofilms aufhörten zu hungern. Dieser „Oszillation“ liegt folgender Ablauf zugrunde:

Hungernde Zellen im Biofilm-Inneren senden einen Impuls von K+-Ionen aus. Für diese Ionen verfügen die Biofilm-Zellen von B. subtilis über Rezeptoren, die eine ganze Ereigniskette auslösen. 

Alle, auch die gut versorgten Zellen, senden unmittelbar nach Empfang selbst ein K+-Signal aus. Für die Ausbreitung der Signale existieren im Biofilm spezifische K+-Kanäle. (Eine normale Diffusion durch die polymere Biofilm-Matrix wäre zu langsam.)
Die noch gut versorgten Zellen unterbrechen sofort ihr Wachstum, aber nicht ihre Stoffwechselaktivität. Bei Stickstoffmangel nehmen sie z. B. Glutamin aus dem Nährmedium auf, verwenden aber diese Aminosäure nicht zum Wachsen, sondern spalten daraus Ammonium ab, den sie dem Biofilm zur Verfügung stellen.

Lassen die Signale nach, wird das Wachstum gemeinsam fortgesetzt.[8]
Die Kommunikation zwischen Bakterienzellen auf K+-Basis ist nicht die einzige. Es gibt eine Reihe von Pheromonen, die von den Organismen gebildet und wahrgenommen werden können. Durch diese wird auch die nächste Phase in der Existenz eines Biofilms eingeleitet (siehe Abb. 6,5). Wieder tritt eine Metamorphose von Zellen ein. Im gut versorgten werden wieder begeißelte Schwärmzellen gebildet, deren bevorzugte Schwimmrichtung zur Nährstoffquelle ist. Viele Bakterien bilden wie B. subtilis in dieser Phase auch Sporen. Diese werden von der Strömung mitgetragen und sind auf lang anhaltenden Nährstoffmangel vorbereitet.[FSE 9]

Diese Phase der Auswanderung ist keineswegs das Ende eines Biofilms. Für die Freisetzung der Sporen und Schwärmerzellen wird nur in deren Umgebung die Extrazelluläre Matrix aktiv aufgelöst. Im alten Teil des Biofilms geht das Leben weiter mit einer neuen Phase des Wachstums.

Dass die Tiefenausdehnung des Biofilms begrenzt ist zeigt sich, wenn ganze Teile des Biofilms von der Strömung mitgerissen werden. Durch die Bildung von Gasblasen (z. B. durch Denitrifikation und Kohlendioxid) geht der Zusammenhalt von Biofilmteilen verloren. Die Erhöhung des Strömungswiderstandes mit zunehmender Dicke führt zu einer erhöhten Erosion, wenn sich der Biofilm an angeströmten Oberflächen gebildet hat. Das Leben in solchen Biofilm-Fragmenten unterscheidet sich nicht prinzipiell von Biofilmen, die irgendwo angeheftet sind. Solche Flocken besitzen alle Eigenschaften für die Anheftung an eine neue Fläche.

Biokorrosion

In Gegenwart von Biofilmen wird Biokorrosion beobachtet. Hierbei führen in der sauerstoffliebenden (aeroben) Deckschicht enthaltene Eisenoxidierer zu einem Angriff der Passivschicht (von Metallen) – in der anaeroben Schicht existierende Sulfatreduzierer setzen an diesen Stellen an und „fressen“ sich in das Material hinein.

Durch mikrobiologisch bedingte Korrosion entstehen jährlich wirtschaftliche Schäden in beträchtlichen Umfang. Der Anteil an der Gesamtkorrosion (d. h. abiotisch und biotisch verursachter Korrosion) wird auf mindestens 20 % geschätzt; er liegt nach neueren Erkenntnissen wahrscheinlich deutlich höher. Selbst höherlegierte Werkstoffe wie V2A und V4A werden geschädigt. Fast alle technischen Systeme sind davon betroffen: u. a. Kühlkreisläufe, Wasseraufbereitungs- und Brauchwassersysteme, die Energieerzeugung in Kraftwerken, die Produktion von Autos, Computern, Farben, die Öl- und Gasindustrie.[27] In Bergbaualtlasten führt biologische Laugung von Mineralen durch Biofilme zu großflächigen Umweltschäden bei Böden, Gewässern und Luft durch Staubbelastung sowie Emission von Schwefelsäure, Schwermetallen, Radon und Radionukliden.

Biofouling

Bei der Wasseraufbereitung durch Membranverfahren sind Biofilme für das Biofouling verantwortlich, das bei dieser Technik zu schwerwiegenden Störungen führt.

Ebenfalls unter Biofouling fallen Biofilme, die sich an Unterwasserkörpern bilden. Dies kann zu erheblichen Problemen führen. Ein Biofilm von nur einem Zehntel Millimeter verringert durch einen erhöhten Reibungswiderstand die Geschwindigkeit eines Tankers um 10 bis 15 Prozent. Dies hat einen erhöhten Brennstoffverbrauch zur Folge. Im Kampf gegen den organischen Bewuchs (bis hin zu Seepocken und Miesmuscheln) werden spezielle Substanzen auf Schiffe, Plattformen und Bojen gestrichen, deren Wirkstoffe an das Wasser abgegeben werden und häufig eine erhebliche Umweltbelastung darstellen. Eine solche Substanz ist das inzwischen weltweit verbotene hochtoxische Tributylzinn (TBT). Ebenfalls betroffen sind Sensorsysteme für Forschungs- oder Überwachungszwecke im maritimen Bereich, bei denen ein Bewuchs sehr schnell zu Funktionsbeeinträchtigungen führen kann.

Konzentrations-Gradienten von physisch-chemischen Parametern in Biofilmen können mittels hochauflösenden Mikrosensoren ermittelt (= Funktionsuntersuchung) und mit molekularbiologischen Daten aus der tiefenmäßigen Verteilung der im Biofilm vorhandenen mikrobiellen Populationen (= Strukturuntersuchung) korreliert werden. Ideelles Ziel ist es die Struktur und Funktion der mikrobiellen Populationen im Biofilm mit (Schadens-/Korrosions-)Daten von der Aufwuchsfläche zu kombinieren. Dieses trägt zum besseren Verständnis der Wechselwirkung zwischen schadensverursachendem Biofilm und der Aufwuchsfläche, was vor allem in angewandten Systemen von besonderem Interesse ist (z. B. marine Biofilme in Stahlrohren), bei.

Kontext: 

Quellen u.a.:  https://de.wikipedia.org/wiki/Biofilm

1.  Karl Höll: Wasser. ISBN 978-3-110-22677-5, S. 663–669 (eingeschränkte Vorschau in der Google-Buchsuche).
2. ↑ Michel Vert, Yoshiharu Doi, Karl-Heinz Hellwich, Michael Hess, Philip Hodge, Przemyslaw Kubisa, Marguerite Rinaudo, François Schué: Terminology for biorelated polymers and applications (IUPAC Recommendations 2012). In: Pure and Applied Chemistry. 84. Jahrgang, Nr. 2, 2012, S. 377–410, doi:10.1351/PAC-REC-10-12-04 (Online (Memento vom 19. März 2015) [PDF; abgerufen am 10. Februar 2016]).  Info: Der Archivlink wurde automatisch eingesetzt und noch nicht geprüft. Bitte prüfe Original- und Archivlink gemäß Anleitung und entferne dann diesen Hinweis.
3. ↑ Andreas Schmidt-Wilckerling: Stoffwechselaktivität von frei suspendierten und immobilisierten Zellen Ammoniak oxidierender Bakterien. Diplomarbeit, Hamburg (1989).
4. ↑ ^{Hochspringen nach:a b c} Luanne Hall-Stoodley, J. William Costerton u. a.: Bacterial biofilms: from the natural environment to infectious diseases. In: Nature Reviews Microbiology. Bd. 2, Nr. 2, 2004, ISSN 1740-1526, PMID 15040259, doi:10.1038/nrmicro821, S. 95–108 (PDF-Datei; 0,6 MB).
5. ↑ Hera Vlamakis, Yunrong Chai, Pascale Beauregard, Richard Losick, Roberto Kolter: Sticking together: building a biofilm the Bacillus subtilis way. In: Nat Rev Micro­. 11. Jahrgang, Nr. 3, 2013, S. 157–168, doi:10.1038/nrmicro2960.
6. ↑ Yunrong Chai, Thomas Norman, Roberto Kolter, Richard Losick: An epigenetic switch governing daughter cell separation in Bacillus subtilis. In: Genes & Development. 24. Jahrgang, Nr. 8, 2010, S. 754–765, doi:10.1101/gad.1915010 (cshlp.org).
7. ↑ Jintao Liu, Arthur Prindle, Jacqueline Humphries, Marcal Gabalda-Sagarra, Munehiro Asally, Dong-yeon D. Lee, San Ly, Jordi Garcia-Ojalvo, Gurol M. Suel: Metabolic co-dependence gives rise to collective oscillations within biofilms. In: Nature. 523. Jahrgang, Nr. 7562, 2015, S. 550–554, doi:10.1038/nature14660.
8. ↑ Arthur Prindle, Jintao Liu, Munehiro Asally, San Ly, Jordi Garcia-Ojalvo, Gurol M. Suel: Ion channels enable electrical communication in bacterial communities. In: Nature. 527. Jahrgang, Nr. 7576, 2015, S. 59–63, doi:10.1038/nature15709.
9. ↑ James A Shapiro: Thinking about bacterial populations as multicellular organisms. In: Annual Reviews in Microbiology. 51. Jahrgang, Nr. 1, 1998, S. 81–104, doi:10.1146/annurev.micro.52.1.81 (annualreviews.org [PDF]).

Expanded Granular Sludge Bed

EGSB. Ein Reaktor mit erweitertem Granulatschlammbett (EGSB) ist eine Variante des UASB-Konzepts (Kato et al. 1994). Das Unterscheidungsmerkmal besteht darin, dass für das Abwasser, das das Schlammbett durchläuft, eine höhere Aufwärtsströmungsgeschwindigkeit vorgesehen ist.

Die erhöhte Strömung ermöglicht eine partielle Expansion (Fluidisierung) des körnigen Schlammbetts, wodurch der Kontakt zwischen Abwasser und Schlamm verbessert und die Entmischung kleiner inaktiver Schwebeteilchen aus dem Schlammbett gefördert wird. Die erhöhte Fließgeschwindigkeit wird entweder durch den Einsatz hoher Reaktoren oder durch eine Abwasserrückführung (oder beides) erreicht.

Das EGSB-Konzept eignet sich für schwach lösliche Abwässer (weniger als 1 bis 2 g löslicher CSB/l) oder für Abwässer, die inerte oder biologisch schwer abbaubare Schwebstoffe enthalten, die sich nicht im Schlammbett ablagern dürfen.

Überblick über die Leistung der Reaktoren. In einer kürzlich durchgeführten Erhebung (Frankin, 2001) wurden 1215 großtechnische anaerobe Hochgeschwindigkeitsreaktoren sorgfältig dokumentiert, die seit den 1970er Jahren weltweit für die Behandlung von Industrieabwässern gebaut wurden. Die überwältigende Mehrheit (72 % aller Anlagen) der bestehenden großtechnischen Anlagen basiert auf dem von Lettinga in den Niederlanden entwickelten UASB- oder EGSB-Konzept. Diese Statistik unterstreicht, dass das Konzept des anaeroben Granulatschlammbetts das erfolgreichste für Scale-up und Implementierung ist. Die durchschnittliche Auslegungsbelastung des UASB von 682 untersuchten großtechnischen Anlagen betrug 10 kg CSB/m3.d.

Anmerkung: CSB steht für chemischen Sauerstoffbedarf und bezieht sich auf die organische Substanz im Abwasser, ausgedrückt als das Gewicht des Sauerstoffs, um sie vollständig zu verbrennen. Die durchschnittliche Auslegungsbelastung des EGSB von 198 untersuchten großtechnischen Anlagen betrug 20 kg CSB/m3.d. Die CSB-Entfernungseffizienz hängt weitgehend von der Art des Abwassers ab; die Entfernungseffizienz in Bezug auf den biologisch abbaubaren CSB liegt jedoch im Allgemeinen bei über 85 oder sogar 90 %.

Der biologisch abbaubare CSB wird manchmal durch den Parameter biologischer Sauerstoffbedarf (BSB) ausgedrückt.

Die vier wichtigsten Anwendungen für anaerobe Hochlastreaktorsysteme sind:

• Brauereien und Getränkeindustrie
• Destillerien und Gärungsindustrie
• Lebensmittelindustrie
• Zellstoff und Papier.

Auf diese vier Industriezweige entfallen zusammen 87 % der Anwendungen. Die Anwendungsmöglichkeiten der Technologie erweitern sich jedoch rasch, einschließlich der Behandlung von Abwässern der chemischen und petrochemischen Industrie, der Textilindustrie, von Deponiesickerwasser sowie von Anwendungen, die auf die Umwandlung im Schwefelkreislauf und die Entfernung von Metallen abzielen (siehe Sonstige Anwendungen). Darüber hinaus eignet sich das UASB-Konzept in warmen Klimazonen auch für die Behandlung von Haushaltsabwässern.

Kontext: 

Quellen: 

Wang, Xu & Ding, Jie & Ren, Nan-Qi & Liu, Bing-Feng & Guo, Wan-Qian. (2009). CFD simulation of an expanded granular sludge bed (EGSB) reactor for biohydrogen production. International Journal of Hydrogen Energy. 34. 9686-9695. 10.1016/j.ijhydene.2009.10.027. Understanding how a bioreactor functions is a necessary precursor for successful reactor design and operation. This paper describes a two-dimensional computational fluid dynamics simulation of three-phase gas–liquid–solid flow in an expanded granular sludge bed (EGSB) reactor used for biohydrogen production. An Eulerian–Eulerian model was formulated to simulate reaction zone hydrodynamics in an EGSB reactor with various hydraulic retention times (HRT). The three-phase system displayed a very heterogeneous flow pattern especially at long HRTs. The core-annulus structure developed may lead to back-mixing and internal circulation behavior, which in turn gives poor velocity distribution. The force balance between the solid and gas phases is a particular illustration of the importance of the interphase rules in determining the efficiency of biohydrogen production. The nature of gas bubble formation influences velocity distribution and hence sludge particle movement. The model demonstrates a qualitative relationship between hydrodynamics and biohydrogen production, implying that controlling hydraulic retention time is a critical factor in biohydrogen-production.

Bild: http://ww25.uasb.org/

ID: 161

Upward-flow Anaerobic Sludge Blanket

Die anaerobe Granulatschlammbett-Technologie bezeichnet ein spezielles Reaktorkonzept für die anaerobe Behandlung von Abwässern mit hohem Durchsatz. Das Konzept wurde mit dem UASB-Reaktor (UASB = upward-flow anaerobic sludge blanket) eingeführt. Ein Schema eines UASB-Reaktors ist in der Abbildung dargestellt.

Aus der Sicht der Hardware ist ein UASB-Reaktor auf den ersten Blick nichts anderes als ein leerer Tank (also eine extrem einfache und kostengünstige Konstruktion).

Das Abwasser wird über entsprechend angeordnete Einlässe in den Tank geleitet. Das Abwasser fließt nach oben durch ein anaerobes Schlammbett, wo die Mikroorganismen im Schlamm mit den Abwassersubstraten in Kontakt kommen. Das Schlammbett besteht aus Mikroorganismen, die auf natürliche Weise Körnchen (Pellets) mit einem Durchmesser von 0,5 bis 2 mm bilden, die eine hohe Sedimentationsgeschwindigkeit aufweisen und daher auch bei hoher hydraulischer Belastung nicht aus dem System ausgewaschen werden. Der daraus resultierende anaerobe Abbauprozess ist in der Regel für die Produktion von Gas (z. B. CH4- und CO2-haltiges Biogas) verantwortlich. Die Aufwärtsbewegung der freigesetzten Gasblasen verursacht hydraulische Turbulenzen, die für eine Durchmischung des Reaktors ohne mechanische Teile sorgen. Am oberen Ende des Reaktors wird die Wasserphase in einem Dreiphasenabscheider (auch Gas-Flüssigkeits-Feststoffabscheider genannt) von den Schlammfeststoffen und dem Gas getrennt. Der Dreiphasenabscheider ist in der Regel eine Gaskappe, über der sich ein Absetzer befindet. Unterhalb der Öffnung des Gasdeckels werden Leitbleche verwendet, um das Gas zur Öffnung des Gasdeckels zu leiten.

Kurze Geschichte UASB

Das UASB-Verfahren wurde von Dr. Gatze Lettinga und Kollegen in den späten 1970er Jahren an der Universität Wageningen (Niederlande) entwickelt. Angeregt durch Veröffentlichungen von Dr. Perry McCarty (Stanford, USA) experimentierte das Team um Lettinga mit einem anaeroben Filterkonzept. Der anaerobe Filter (AF) ist ein anaerober Hochgeschwindigkeitsreaktor, in dem Biomasse auf einem inerten porösen Trägermaterial immobilisiert wird. Bei Versuchen mit dem AF hatte Lettinga beobachtet, dass sich neben der auf dem Trägermaterial fixierten Biomasse ein großer Teil der Biomasse zu freien körnigen Aggregaten entwickelte. Das UASB-Konzept kristallisierte sich während einer Reise von Gatze Lettinga nach Südafrika heraus, wo er in einer anaeroben Anlage zur Behandlung von Weinvinasse beobachtete, dass sich der Schlamm zu kompakten Granulaten entwickelte. Das Reaktordesign der besuchten Anlage war ein "Clarigestor", der als Vorläufer des UASB betrachtet werden kann. Der obere Teil des "Clarigestor"-Reaktors hat ein Klärbecken, aber keinen Gasdeckel.

Die Geburt des UASB

Das UASB-Konzept entstand aus der Erkenntnis, dass ein inertes Trägermaterial für die Biomassebefestigung nicht notwendig ist, um einen hohen Anteil an aktivem Schlamm im Reaktor zu halten. Stattdessen beruht das UASB-Konzept auf einem hohen Rückhaltegrad der Biomasse durch die Bildung von Schlammgranulat. Bei der Entwicklung des UASB-Konzepts berücksichtigte Lettinga die Notwendigkeit, die Ansammlung von körnigem Schlamm zu fördern und die Ansammlung von dispersem Schlamm im Reaktor zu verhindern. Die wichtigsten Merkmale für die Entwicklung von körnigem Schlamm sind erstens die Aufrechterhaltung eines Aufwärtsstroms im Reaktor, der Mikroorganismen auswählt, die sich zusammenballen, und zweitens die Gewährleistung einer angemessenen Trennung von Feststoffen, Flüssigkeit und Gas, um ein Auswaschen der Schlammkörner zu verhindern.

Erster UASB. Das UASB-Reaktorkonzept wurde rasch zur Technologie entwickelt, die erste Pilotanlage wurde in einer Rübenzuckerraffinerie in den Niederlanden (CSM suiker) installiert. Danach wurde in den Niederlanden eine große Anzahl von großtechnischen Anlagen in Zuckerraffinerien, kartoffelstärkeverarbeitenden Betrieben und anderen Lebensmittelindustrien sowie in Altpapierfabriken installiert. Die ersten Veröffentlichungen über das UASB-Konzept erschienen in den späten 1970er Jahren in niederländischsprachigen Fachzeitschriften, und die erste internationale Veröffentlichung erschien 1980 (Lettinga et al. 1980).

Grahik: By Tilley, E., Ulrich, L., Lüthi, C., Reymond, Ph., Zurbrügg, C. - Compendium of Sanitation Systems and Technologies - (2nd Revised Edition). Swiss Federal Institute of Aquatic Science and Technology (Eawag), Duebendorf, Switzerland. ISBN 978-3-906484-57-0., CC BY-SA 3.0, https://commons.wikimedia.org/w/index.php?curid=42267210

Kontext: 

Bild: Von tinyfroglet, https://www.flickr.com/photos/tinyfroglet/

Kontext: 

ID: 40